[국내논문]토마토 유묘에 있어서 저온과 수분 스트레스에 대한 항산화효소의 활성 차이 Differential Responses of Antioxidant Enzymes on Chilling and Drought Stress in Tomato Seedlings (Lycopersicon esculentum L.)원문보기
저온 또는 건조 처리에 따른 토마토 유묘의 생육과 부위별 항산화효소의 반응 양상을 분석한 결과, 토마토 유묘의 생체중은 처리 후 12일째에 대조구에 비해 각각 69.5% 와 50.6% 감소하였다. SOD와 POD의 활성은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리에서 높은 활성을 보였는데, 저온 처리시에는 뿌리에서 더 높은 활성을 보였고 건조 처리에서는 잎과 줄기에서 높은 활성을 보였다. 이러한 결과는 동위효소의 발현양상에서도 일치하였다. GR의 활성은 저온 또는 건조 처리시 대조구보다 높은 활성을 보였는데, 잎과 줄기에서는 저온과 건조 처리간의 차이는 없었지만, 뿌리에서는 건조 처리가 높은 경향을 보였다. GR 동위효소 발현양상은 저온과 건조처리시에는 GR-3 밴드가 잎에서는 발현되어 대조구와 차이가 있었지만, 줄기와 뿌리에서는 큰 차이가 없었다. PPO 활성은 잎에서는 모든 처리에서 차이가 없었지만, 줄기와 뿌리에서는 저온 또는 건조 처리에서 대조구보다 높은 경향을 보였다. 특히 줄기의 PPO 활성은 저온 처리보다 건조처리에서 높았고 뿌리의 PPO 활성은 건조 처리보다 저온 처리에서 높았다. 동위효소의 발현양상에서도 건조처리에서는 줄기에서, 저온 처리에서는 뿌리에서 높은 밀도를 보여 불량 환경에 따른 부위별 반응 차이를 잘 반영해 주었다.
저온 또는 건조 처리에 따른 토마토 유묘의 생육과 부위별 항산화효소의 반응 양상을 분석한 결과, 토마토 유묘의 생체중은 처리 후 12일째에 대조구에 비해 각각 69.5% 와 50.6% 감소하였다. SOD와 POD의 활성은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리에서 높은 활성을 보였는데, 저온 처리시에는 뿌리에서 더 높은 활성을 보였고 건조 처리에서는 잎과 줄기에서 높은 활성을 보였다. 이러한 결과는 동위효소의 발현양상에서도 일치하였다. GR의 활성은 저온 또는 건조 처리시 대조구보다 높은 활성을 보였는데, 잎과 줄기에서는 저온과 건조 처리간의 차이는 없었지만, 뿌리에서는 건조 처리가 높은 경향을 보였다. GR 동위효소 발현양상은 저온과 건조처리시에는 GR-3 밴드가 잎에서는 발현되어 대조구와 차이가 있었지만, 줄기와 뿌리에서는 큰 차이가 없었다. PPO 활성은 잎에서는 모든 처리에서 차이가 없었지만, 줄기와 뿌리에서는 저온 또는 건조 처리에서 대조구보다 높은 경향을 보였다. 특히 줄기의 PPO 활성은 저온 처리보다 건조처리에서 높았고 뿌리의 PPO 활성은 건조 처리보다 저온 처리에서 높았다. 동위효소의 발현양상에서도 건조처리에서는 줄기에서, 저온 처리에서는 뿌리에서 높은 밀도를 보여 불량 환경에 따른 부위별 반응 차이를 잘 반영해 주었다.
Responses of antioxidant enzymes on chilling and drought stress in tomato seedlings were investigated. Growing patterns of tomato based on fresh weight of tomato seedlings were severely affected by chilling and drought stress. Fresh weight of tomato seedlings were reduced by 69.5% in chilling stress...
Responses of antioxidant enzymes on chilling and drought stress in tomato seedlings were investigated. Growing patterns of tomato based on fresh weight of tomato seedlings were severely affected by chilling and drought stress. Fresh weight of tomato seedlings were reduced by 69.5% in chilling stress and 50.6% in drought stress compared to those in the unstressed control seedlings after 12 days of stress. The specific and gel activity of SOD and POD in the leaves, shoots, and roots of tomato seedlings were significantly increased by chilling and drought stress. Activation of SOD and POD activity by chilling stress were higher in the roots than those of drought stress. However, activation of SOD and POD activity by drought stress were higher in the leaves and shoots than those of chilling stress. The specific and gel activity of GR in the leaves, shoots, and roots of tomato seedlings were also significantly increased by chilling and drought stress. When the seedlings were treated with chilling or drought stress, one GR isozyme band (GR-3) was newly expressed in the leaves of tomato seedlings. The specific and gel activity of PPO was significantly increased in the roots and shoots of tomato seedlings by chilling and drought stress, respectively. However, the specific and gel activity of PPO in the leaves is no difference between stressed and controlled tomato seedlings.
Responses of antioxidant enzymes on chilling and drought stress in tomato seedlings were investigated. Growing patterns of tomato based on fresh weight of tomato seedlings were severely affected by chilling and drought stress. Fresh weight of tomato seedlings were reduced by 69.5% in chilling stress and 50.6% in drought stress compared to those in the unstressed control seedlings after 12 days of stress. The specific and gel activity of SOD and POD in the leaves, shoots, and roots of tomato seedlings were significantly increased by chilling and drought stress. Activation of SOD and POD activity by chilling stress were higher in the roots than those of drought stress. However, activation of SOD and POD activity by drought stress were higher in the leaves and shoots than those of chilling stress. The specific and gel activity of GR in the leaves, shoots, and roots of tomato seedlings were also significantly increased by chilling and drought stress. When the seedlings were treated with chilling or drought stress, one GR isozyme band (GR-3) was newly expressed in the leaves of tomato seedlings. The specific and gel activity of PPO was significantly increased in the roots and shoots of tomato seedlings by chilling and drought stress, respectively. However, the specific and gel activity of PPO in the leaves is no difference between stressed and controlled tomato seedlings.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
본 연구는 토마토 유묘에 있어서 저온과 건조 스트레스에 의해 유기되는 항산화 효소의 활성 변화를 구명하여 시설원예 재배지에서 빈번하게 발생하는 스트레스 피해를 줄일 수 있는 기초 자료를 얻고자 수행하였다.
제안 방법
시험재료는 Sy\S.(Lycopersicon esculentum L.) 서건(사까다 종묘) 품종을 버미큘라이트에서 발아 시킨 후 본 엽이 1매 전개 시 저온 처리와 건조 처리를 위하여 플라스틱 포트의 크기를 달리하여 정식하였다. 저온 처리를 위한 토마토 유묘는 직경이 15 cm인 플라스틱 포트에 정식하였고, 건조 처리를 위해서는 직경이 30 cm인 플라스틱 포트에 정식하여 낮과 밤의 온도가 각각 25℃와 18℃로 조절된 유리온실에서 10일 동안 관리하였다.
0로 조정된 100 mM Tris-HCl 완충용액으로 잎, 줄기 및 뿌리로 구분하여 추줄하였다. Polytron (PT-3100, Kinematica)을 이용하여 시료 5 g당 10mL 의 완충 용액으로 마쇄한 후 15,000 xg로 4℃에서 10분간 원심분리 (Allegra 64R, Beckman)하였다. 원심분리 후 추출액에 존재하는 소분자 화합물을 제거하고자, PD-10 column(Pharmacia-LKB)을 통과시켜 얻은 단백질 분획을 효소의 활성 측정 및 동위효소 분석 시료로 사용하였다.
M NBT 및 단백질 추출액으로 구성하였다. 반응물이 들어있는 시험관을 25 의 광 상태에서 10분간 반응시킨 후 분광광도계 (DU 650, Beckman)를 이용하여 560 nm에서 흡광도를 측정하였는데, 대조구로는 광을 조사하지 않은 반응물을 사용하였다. SOD 활성은 Asada 등(1974)의 식을 이용하여 NBT 환원 저해율로 계산하였다.
Polytron (PT-3100, Kinematica)을 이용하여 시료 5 g당 10mL 의 완충 용액으로 마쇄한 후 15,000 xg로 4℃에서 10분간 원심분리 (Allegra 64R, Beckman)하였다. 원심분리 후 추출액에 존재하는 소분자 화합물을 제거하고자, PD-10 column(Pharmacia-LKB)을 통과시켜 얻은 단백질 분획을 효소의 활성 측정 및 동위효소 분석 시료로 사용하였다. 단백질 함량은 bovine serum albumin을 표준 단백질로 사용하여 Bradford 방법 (Bradford, 1976)로 측정하였다.
정식 후 본 엽이 4매 전개된 10일째부터 저온 처리와 건조 처리를 하였다. 저온 처리는 광도가 200μmol-2s-1로 유지되는 식물 생장상을 이용하였는데 , 일장은 낮과 밤을 각각 12시간으로 조절하여온 도는 5℃로 처리하였다. 건조 처리는 낮과 밤의 온도가 2SC와 18℃로 조절된 유리온실에서 수행하였는데, 토양수분 함량은 토양수분 장력에 기초하여 -50 kPa로 조절하였다.
) 서건(사까다 종묘) 품종을 버미큘라이트에서 발아 시킨 후 본 엽이 1매 전개 시 저온 처리와 건조 처리를 위하여 플라스틱 포트의 크기를 달리하여 정식하였다. 저온 처리를 위한 토마토 유묘는 직경이 15 cm인 플라스틱 포트에 정식하였고, 건조 처리를 위해서는 직경이 30 cm인 플라스틱 포트에 정식하여 낮과 밤의 온도가 각각 25℃와 18℃로 조절된 유리온실에서 10일 동안 관리하였다. 정식 후 본 엽이 4매 전개된 10일째부터 저온 처리와 건조 처리를 하였다.
8로 조정된 Tris-glycine이었으며 겔 당 30 mA로 조정하여 4℃에서 5시간 전개시켰다. 전기영동 후 기질이 함유된 용액에 겔을 넣어 30℃ 암 상태에서 반응을 유도한 후 밴드 양상을 조사하였는데, 동위효소에 따른 겔 염색 용액의 조성과 조건은 다음과 같다.
저온 처리를 위한 토마토 유묘는 직경이 15 cm인 플라스틱 포트에 정식하였고, 건조 처리를 위해서는 직경이 30 cm인 플라스틱 포트에 정식하여 낮과 밤의 온도가 각각 25℃와 18℃로 조절된 유리온실에서 10일 동안 관리하였다. 정식 후 본 엽이 4매 전개된 10일째부터 저온 처리와 건조 처리를 하였다. 저온 처리는 광도가 200μmol-2s-1로 유지되는 식물 생장상을 이용하였는데 , 일장은 낮과 밤을 각각 12시간으로 조절하여온 도는 5℃로 처리하였다.
반응화합물은 5mM L- proline, 20 mM pyrocatechol, 25 mM citrate phosphate 및 효소 추출액으로 구성하였다. 활성은 pyro- catechol을 첨가한 후 25℃에서 1분간 반응 후 515 nm에서 증가하는 홉광도를 분광광도계 (Du-650, Beckman)를 사용하여 측정하였다. 효소의 활성은 mg 단백질당 분당 측정되는 흡광도를 표시하였다.
8) 및 효소 추출액으로 구성되었는데, 25 。(2에서 NADPH를 첨가함으로써 반응을 시작하였다. 효소의 활성은 NADPH의 산화에 의해서 감소되는 홉 광도를 분광광도계 (DU-650, Beckman)을 이용하여 340nm에서 측정하였다. 효소 활성은 mg 단백질당 분당 pmol의 NADPH가 산화되는 것으로 하였으며 extinction coefficient는 340 nm에서 6.
대상 데이터
3 μM riboflavin, 13 mM methionine, 65 p.M NBT 및 단백질 추출액으로 구성하였다. 반응물이 들어있는 시험관을 25 의 광 상태에서 10분간 반응시킨 후 분광광도계 (DU 650, Beckman)를 이용하여 560 nm에서 흡광도를 측정하였는데, 대조구로는 광을 조사하지 않은 반응물을 사용하였다.
이론/모형
GR의 활성은 Rao 등(1996)의 방법에 준하여 pH가 7.8로 조절된 100 mM potassium phosphate 용액으로 측정하였다. 반응화합물은 1.
반응물이 들어있는 시험관을 25 의 광 상태에서 10분간 반응시킨 후 분광광도계 (DU 650, Beckman)를 이용하여 560 nm에서 흡광도를 측정하였는데, 대조구로는 광을 조사하지 않은 반응물을 사용하였다. SOD 활성은 Asada 등(1974)의 식을 이용하여 NBT 환원 저해율로 계산하였다.
SOD의 활성은 NBT 환원법을 사용하여 측정하였다 (Beyer와 Fridovich, 1987). 활성 측정을 위한 반응물은 50 mM Na-carbonate(pH 10.
원심분리 후 추출액에 존재하는 소분자 화합물을 제거하고자, PD-10 column(Pharmacia-LKB)을 통과시켜 얻은 단백질 분획을 효소의 활성 측정 및 동위효소 분석 시료로 사용하였다. 단백질 함량은 bovine serum albumin을 표준 단백질로 사용하여 Bradford 방법 (Bradford, 1976)로 측정하였다.
성능/효과
그러나 처리에 따른 식물체 부위별 밴드의 활성에서 차이가 나타나 대조 구보다는 저온 처리와 건조 처리에서 높은 활성을 보였다. 저온 처리한 묘의 뿌리에서는 SOD-1 밴드의 밀도기" 증가하여 높은 활성을 보였고 건조 처리한 묘의 잎과 줄기에서는 SOD-3 밴드의 밀도가 증가하여 높은 활성을 보였다.
6). GR 동위효소의 발현 양상은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리의 잎과 뿌리에서 뚜렷한 차이가 있었는데, 대조 구의 잎에는 2개의 밴드가 나타난 반면 저온과 건조처리에서는 3개의 밴드가 존재하였다. 또한 뿌리에서는 대조 구에 비해 저온 또는 건조 처리에서 밴드의 밀도가 증가하여 높은 활성을 보였다.
이러한 결과는 동위효소의 발현양상에서도 일치하였다. GR의 활성은 저온 또는 건조 처리시대 조구보다 높은 활성을 보였는데 , 잎과 줄기에서는 저온과 건조 처리간의 차이는 없었지만, 뿌리에서는 건조처리가 높은 경향을 보였다. GR 동위효소 발현양상은 저온과 건조처리시에는 GR-3 밴드가 잎에서는 발현되어 대조구와 차이가 있었지만, 줄기와 뿌리에서는 큰차이가 없었다.
GR 동위효소 발현양상은 저온과 건조처리시에는 GR-3 밴드가 잎에서는 발현되어 대조구와 차이가 있었지만, 줄기와 뿌리에서는 큰차이가 없었다. PPO 활성은 잎에서는 모든 처리에서 차이가 없었지만, 줄기와 뿌리에서는 저온 또는 건조처리에서 대조구보다 높은 경향을 보였다. 특히 줄기의 PPO 활성은 저온 처리보다 건조처리에서 높았고 뿌리의 PPO 활성은 건조 처리보다 저온 처리에서 높았다.
4% 증가하여 건조 처리에서 높은 활성을 보였다. PPO의 활성은 저온 또는 건조 처리 시 줄기와 뿌리에서는 증가하는 경향을 보였지만, 잎에서는 대조구와 활성 차이가 없었다. 줄기의 PPO 활성은 저온 보다는 건조 처리에서 높았는데, 저온과 건조처리 시 활성은 대조구에 비해 각각 48.
6% 감소하였다. SOD와 POD의 활성은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리에서 높은 활성을 보였는데, 저온 처리시에는 뿌리에서 더 높은 활성을 보였고 건조 처리에서는 잎과 줄기에서 높은 활성을 보였다. 이러한 결과는 동위효소의 발현양상에서도 일치하였다.
4% 증가하여 저온 처리보다는 건조 처리에 큰 영향을 받았다. 그러나 뿌리의 POD 활성은 대조구에 비해 저온과 건조 처리에서 각각 95.0%와 52.9%가 증가하여 저온 처리에서 높은 경향을 보였다.
8% 증가하여 두 처리 간 차이는 없었다. 그러나 뿌리의 활성은 저온과 건조 처리 시 대조구에 비해 각각 18.3%와 41.4% 증가하여 건조 처리에서 높은 활성을 보였다. PPO의 활성은 저온 또는 건조 처리 시 줄기와 뿌리에서는 증가하는 경향을 보였지만, 잎에서는 대조구와 활성 차이가 없었다.
잎, 줄기 및 뿌리에는 3개의 주된 SOD 밴드가 존재하였는데, 전반적으로 밴드 수의 발현 양상은 처리 간에 차이가 없었다. 그러나 처리에 따른 식물체 부위별 밴드의 활성에서 차이가 나타나 대조 구보다는 저온 처리와 건조 처리에서 높은 활성을 보였다. 저온 처리한 묘의 뿌리에서는 SOD-1 밴드의 밀도기" 증가하여 높은 활성을 보였고 건조 처리한 묘의 잎과 줄기에서는 SOD-3 밴드의 밀도가 증가하여 높은 활성을 보였다.
대조구의 생체중은 일수가 경과할수록 급격하게 증가한 반면 저온 처리에서는 처리와 더불어 생육이 억제되는 경향을 보였고, 건조 처리에서는 3일 이후부터 억제되었다. 대조 구의 생체중은 처리 후 12일째 37.93 g인데 비해 저온과 건조 처리에서는 각각 69.5% 50.6% 감소하였다. 저온 또는 건조 처리 시 식물체 부위별 생체중 감소 비율은 잎은 대조구에 비해 저온 처리가 68%, 건조 처리가 55.
1). 대조구의 생체중은 일수가 경과할수록 급격하게 증가한 반면 저온 처리에서는 처리와 더불어 생육이 억제되는 경향을 보였고, 건조 처리에서는 3일 이후부터 억제되었다. 대조 구의 생체중은 처리 후 12일째 37.
7%, 건조처리가 42% 감소히는 경향을 보였다. 또한 뿌리의 생체중은 대조구에 비해 저온 처리가 74.4%, 건조 처리가 51.7% 감소하였다(데이터 미제시). 이러한 결과로 보아 저온에 의한 토마토 유묘의 생육은 잎보다는 뿌리와 줄기가 더 큰 영향을 받고 건조에 의해서는 잎과 뿌리가 큰 영향을 받는 것을 알 수 있었다.
식물에서 PPO는 polyphenol의 산화작용에 의해서 항균물질인 quinone의 생성과 세포막의 리그린화에 관여하여 곰팡이병에 대한 저항성을 직접적으로 유기시키기도 하며 세포조직을 경화시켜 각종 스트레스에 대한 내성을 증진시키는 것으로 알려져 있다(Mayer, 1987). 본 시험의 결과에서도 저온과 건조 처리 시 토마토 유묘의 부위에 따른 활성 차이는 있었지만 전반적으로 대조구에 비해 높은 활성을 보여 PPO도 불량환경에 대한 반응 기작으로 작용하는 것으로 판단되었다. 이러한 결과는 토마토의 경우 건조 처리 시 특히 줄기에서 PPO의 활성이 급격하게 증가한다는 Thipya- pong 등(2004)의 보고와도 일치하였다.
Edwards 등(1994)은 저온에 의한 GR 효소의 활성 증가는 동위효소 밴드의 밀도 증가나 새로운 밴드의 발현과 일치한다고 하였는데, 이러한 결과는 오이 잎에서도 보고되었다(Lee와 Lee, 2000). 본 시험의 결과에서도 전반적인 GR 효소의 활성은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리한 식물체에서 급격하게 증가하였는데, 특히 잎에서는 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리 시에는 GR-3의 밴드가 뚜렷하게 발현되어 불량 환경에 대한 반응 차이를 잘 반영해 주었다.
불량환경에 대한 식물체내 POD의 주된 역할은 SOD에 의해서 유기된 과산화수소를 물 분자와 산소 분자로 분해함으로써 과다한 활성 산소종에 의한 피해를 감소시키는 것으로 알려져 있다(Anderson 등, 1995; Graham과 Patterson, 1982; Kang 등, 1998; Lee와 Lee, 2000; Salin, 1991). 본 실험의 결과에서는 대조 처리에 비해 저온 또는 건조 처리한 토마토 유묘에 있어서 POD 활성은 급격하게 증가한 양상을 보였다. 저온 또는 건조 처리 시 POD 동위효소 밴드의 밀도는 부위에 따라 다른 양상을 보였는데, 저온 처리에서는 뿌리에서,건조 처리에서는 잎과 줄기에서 증가하는 양상을 보여 불량환경에 대한 방어기작으로 POD의 역할과 부위별 반응 차이를 잘 반영해 주었다.
8%와 12Z6 % 증가하였다. 뿌리에서는 줄기와 반대의 경향을 보였는데, 대조구에 비해 저온 처리에서는 90.0%, 건조처리에서는 53.0% 증가하여 뿌리는 저온 처리에 더 큰 영향을 받는 것으로 이해되었다.
7% 증가하여 저온처리보다는 건조처리에서 높은 경향을 보였다. 뿌리의 SOD 활성은 대조구에 비해 저온과 건조 처리에서 각각 83.1%와 60.8%가 증가하여저온처리은 에서 높은 경향을 보였다.
7% 감소하였다(데이터 미제시). 이러한 결과로 보아 저온에 의한 토마토 유묘의 생육은 잎보다는 뿌리와 줄기가 더 큰 영향을 받고 건조에 의해서는 잎과 뿌리가 큰 영향을 받는 것을 알 수 있었다.
잎의 POD 활성은 대조구에 비해 저온과 건조 처리에서 각각 39.6%와 81.1% 증가하였고, 줄기에서는 각각 57.4%와 106.4% 증가하여 저온 처리보다는 건조 처리에 큰 영향을 받았다. 그러나 뿌리의 POD 활성은 대조구에 비해 저온과 건조 처리에서 각각 95.
전반적으로 모든 부위에서 저온 또는 건조 처리 시 대조구보다 활성이 높은 경향을 보였다. 잎의 SOD 활성은 대조구에 비해 저온과 건조 처리에서 각각 54.1%와 96.5% 증가하였고, 줄기에서는 35.8%와 46.7% 증가하여 저온처리보다는 건조처리에서 높은 경향을 보였다. 뿌리의 SOD 활성은 대조구에 비해 저온과 건조 처리에서 각각 83.
본 실험의 결과에서는 대조 처리에 비해 저온 또는 건조 처리한 토마토 유묘에 있어서 POD 활성은 급격하게 증가한 양상을 보였다. 저온 또는 건조 처리 시 POD 동위효소 밴드의 밀도는 부위에 따라 다른 양상을 보였는데, 저온 처리에서는 뿌리에서,건조 처리에서는 잎과 줄기에서 증가하는 양상을 보여 불량환경에 대한 방어기작으로 POD의 역할과 부위별 반응 차이를 잘 반영해 주었다.
6% 감소하였다. 저온 또는 건조 처리 시 식물체 부위별 생체중 감소 비율은 잎은 대조구에 비해 저온 처리가 68%, 건조 처리가 55.8% 감소하였고, 줄기는 저온 처리가 74.7%, 건조처리가 42% 감소히는 경향을 보였다. 또한 뿌리의 생체중은 대조구에 비해 저온 처리가 74.
저온 또는 건조 처리 후 6일째의 식물체 부위별 GR과 PPO 효소의 활성을 분석한 결과는 Fig. 5와 같은데, GR의 활성은 모든 부위에서 대조구보다 저온 또는 건조 처리 시 높은 활성을 보였다. 저온과 건조 처리 시 잎의 GR 활성은 대조구에 비해 각각 53.
7). 저온 또는 건조 처리에 따른 부위별 활성은 줄기와 뿌리에서 차이가 있었는데, 저온 처리한 뿌리에서 PPO-1과 PPO-4의 밴드 활성이 증가하는 경향을 보였고, 건조 처리한 뿌리에서는 PPO-1 밴드의 활성이 급격하게 증가하는 경향을 보였다. 그러나 잎에서는 모든 처리에서 큰 차이가 나타나지 않았다.
저온 또는 건조 처리에 따른 토마토 유묘의 생육과 부위별 항산화효소의 반응 양상을 분석한 결과, 토마토 유묘의 생체중은 처리 후 12일째에 대조구에 비해 각각 69.5%와 50.6% 감소하였다. SOD와 POD의 활성은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리에서 높은 활성을 보였는데, 저온 처리시에는 뿌리에서 더 높은 활성을 보였고 건조 처리에서는 잎과 줄기에서 높은 활성을 보였다.
전반적인 POD 밴드 수의 발현 양상은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리 시에는 차이가 없었지만, 밴드의 밀도에서 차이가 있었다. 저온 처리한 뿌리에서는 POD-4 밴드의 밀도가 증가하였고, 건조 처리한 잎에서는 POD-2 밴드가, 줄기에서는 POD-14 POD-2 밴드의 밀도가 증가하여 스트레스에 따른 식물의 부위별 반응 차이가 있음을 알 수 있었다.
5와 같은데, GR의 활성은 모든 부위에서 대조구보다 저온 또는 건조 처리 시 높은 활성을 보였다. 저온과 건조 처리 시 잎의 GR 활성은 대조구에 비해 각각 53.0% 와 51.2% 증가하였고, 줄기에서는 각각 34.8%와 31.8% 증가하여 두 처리 간 차이는 없었다. 그러나 뿌리의 활성은 저온과 건조 처리 시 대조구에 비해 각각 18.
2와 같다. 전반적으로 모든 부위에서 저온 또는 건조 처리 시 대조구보다 활성이 높은 경향을 보였다. 잎의 SOD 활성은 대조구에 비해 저온과 건조 처리에서 각각 54.
4는 토마토 유묘의 부위별 POD의 발현 양상을 분석한 결과인데, 잎과 줄기에서는 각각 4개와 3개의 밴드가, 뿌리에서는 6개의 POD 밴드가 발현되었다. 전반적인 POD 밴드 수의 발현 양상은 대조구에 비해 저온 또는 건조 처리 시에는 차이가 없었지만, 밴드의 밀도에서 차이가 있었다. 저온 처리한 뿌리에서는 POD-4 밴드의 밀도가 증가하였고, 건조 처리한 잎에서는 POD-2 밴드가, 줄기에서는 POD-14 POD-2 밴드의 밀도가 증가하여 스트레스에 따른 식물의 부위별 반응 차이가 있음을 알 수 있었다.
PPO의 활성은 저온 또는 건조 처리 시 줄기와 뿌리에서는 증가하는 경향을 보였지만, 잎에서는 대조구와 활성 차이가 없었다. 줄기의 PPO 활성은 저온 보다는 건조 처리에서 높았는데, 저온과 건조처리 시 활성은 대조구에 비해 각각 48.8%와 12Z6 % 증가하였다. 뿌리에서는 줄기와 반대의 경향을 보였는데, 대조구에 비해 저온 처리에서는 90.
PPO 활성은 잎에서는 모든 처리에서 차이가 없었지만, 줄기와 뿌리에서는 저온 또는 건조처리에서 대조구보다 높은 경향을 보였다. 특히 줄기의 PPO 활성은 저온 처리보다 건조처리에서 높았고 뿌리의 PPO 활성은 건조 처리보다 저온 처리에서 높았다. 동위효소의 발현양상에서도 건조처리에서는 줄기에서 , 저온 처리에서는 뿌리에서 높은 밀도를 보여 불량 환경에 따른 부위별 반응 차이를 잘 반영해 주었다.
참고문헌 (38)
Anderson, M.D., T.K. Prasad, and C.R. Stewart. 1995. Changes in isozyme profiles of catalase, peroxidase, and glutathione reductase during acclimation to chilling in mesocotyls of maize seedlings. Plant Physiol. 109: 1247-1257
Asada, K. 1999. The water-water cycle in chloroplasts. Scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 50:601-639
Asada, K., M. Takahashi, and M. Nagate. 1974. Assay and inhibitors of spinach superoxide dismutase. Agr. Biol. Chem. 38:471-473
Bannister, J.V., W.H. Bannister, and G. Rotilio. 1987. Aspects of the structure, function, and applications of superoxide dismutase. CRC Crit. Rev. Biochem. 22: 111-180
Beyer, W.F. and I. Fridovich. 1987. Assaying for superoxide dismutase activity: Some large consequences of minor changes in conditions. Anal. Biochem. 161:559-566
Bradford, M.M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitization of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72:248-254
Chen, G.X. and K. Asada. 1989. Ascorbate peroxidase in tea leaves: Occurrence of two isozymes and the differences in their enzymatic and molecular properties. Plant Cell Physiol. 30:987-998
Davies, K.J.A. 1995. Oxidative stress: The paradox of aerobic life, pp. 1-32. In: C. Rice-Evans, B. Halliwell, and G.G. Lunt (eds.). Free radicals and oxidative stress: Environment, drugs, and food additives. Biochem. Soc. Symp. 61, Portlant Press, London, UK
Edwards E.A, C. Enard, G.P. Creissen, and K.J. Mullineaux. 1994. Synthesis and properties of glutathione reductase in stressed peas. Planta. 192:137-143
Elstner, E.F. 1987. Metabolism of activated oxygen species, pp. 253-315. In: D.D. Davies (ed.). Biochemistry of metabolism: The biochemistry of plants. Vol. II. Academic Press, New York, NY, USA
Foyer, C.F. 1993. Ascorbic acid, pp. 31-58. In: R.G. Alscher and J.L. Hess (eds.). Antioxidants in higher plants, CRC Press, Boca Raton, FL, USA
Foyer, C.F., M. Lelandais, C. Galap, and K.J. Kunert. 1991. Effects of elevated cytosolic glutathione reductase activity on the cellular glutathione pool and photosynthesis in leaves under normal and stress conditions. Plant Physiol. 97:863-872
Graham, D. and B.D. Patterson. 1982. Responses of plants to low non-freezing temperatures: Proteins, metabolism, and acclimation. Annu. Rev. Plant Physiol. 33:347-372
Gupta, A.S., J.L. Heinen, A.S. Holaday, J.J. Burke., and R.D. Allen. 1993. Increased resistance to oxidative stress in transgenic plants that overexpress chloroplastic Cu/Zn superoxide dismutase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 90:1629-1633
Hauslanden, A. and R.G. Alscher. 1993. Glutathione, In: R.G. Alscher and J.L. Hess. Eds, Antioxidants in higher plants. CRC Press, London. pp. 1-30
Heath, R.L. 1987. The biochemistry of ozone attack on the plasma membrane of plant cells. Adv. Phytochem. 21:29-54
Horemans, N., C.H. Foyer, G. Potters, and H. Asard. 2000. Ascorbate function and associated transport systems in plants. Plant Physiol. Biochem. 38:531-540
Kang, K.S., C.J. Lim, T.J. Han, J.C. Kim, and C.D. Jin. 1998. Activation of ascorbate-glutathione cycle in Arabidopsis leaves in responses to aminotriazol. J. Plant Biol. 41:155-161
Lee, D.H. and C.B. Lee. 2000. Chilling stress-induced changes of antioxidant enzymes in the leaves of cucumber: In gel enzyme activity assays. Plant Sci. 159:75-85
Longa, M.A., L.A. del Rio, and J.M. Palma. 1994. Superoxide dismutase of chestnut leaves, Castanea sativa: Characterization and study of their involvement in natural leaf senescence. Physiol. Plant. 92: 227-232
McKersie, B.D., Y.R. Chen, M. de Beus, S.R. Bowler, D. Inze, K. Halluin, and J. Botterman. 1993. Superoxide dismutase enhances tolerance of freezing stress in transgenic alfalfa (Medicago sativa L.). Plant Physiol. 103:1155-1163
Mohammadi, M. and H. Kazemi. 2002. Changes in peroxidase and polyphenol oxidase activities in susceptible and resistant wheat heads inoculated with Fusarium graminearum and induced resistance. Plant Sci. 162:491-498
Monk, L.S., K.Y. Fagerstedt, and R.M.M. Crawford. 1989. Oxygen toxicity and superoxide dismutase as an antioxidant in physiological stress. Physiol. Plant 76: 456-459
Putter, J. 1974. Peroxidases, pp. 685-690. In: H.U. Bergmeyer (Ed.). Methods of enzymatic analysis 2. Academic Press, NY, USA
Rao, M.V., G. Paliyath, and D.P. Ormrod. 1996. Ultraviolet-B- and ozone-induced biochemical changes in antioxidant enzymes of Arabidopsis thaliana. Plant Physiol. 110: 125-136
Salin, M.L. 1991. Chloroplast and mitochondrial mechanism for protection against oxygen toxicity. Free Radic. Res. Commun. 12-13:851-858
Shen, W., K. Nada, and S. Tachibana. 1999. Effect of cold treatment on enzymic and nonenzymic antioxidant activities in leaves of chilling-tolerant and chilling-sensitive cucumber cultivars. J. Japan. Soc. Hort. Sci. 68:967-973
Sommer, A., E. Neeman, J.C. Steffens, A.M. Mayer, and E. Harel. 1994. Import, targeting and processing of a plant polyphenol oxidase. Plant Physiol. 105:1301-1311
Walker, M.A. and B.D. McKersie. 1993. Role of the ascorbate-glutathione antioxidant system in chilling resistance of tomato. J. Plant Physiol. 141:234-239
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.