Streptomyces coelicolor의 RraA 동족체인 RraAS2에 의한 Escherichia coli RNase E 활성조절 Modulation of Escherichia coli RNase E. Action by RraAS2, a Streptomyces coelicolor Ortholog of RraA원문보기
최근 Escherichia coli에서 RNA의 분해와 가공과정에 중추적인 역할을 하는 리보핵산 내부분해효소인 RNase E의 효소활성을 조절하는 단백질 조절자인 RraA가 밝혀졌으며, 이 단백질은 E. coli RNase E의 효소활성 부위와 36%의 유사성을 가지는, Streptomyces coelicolor RNase ES의 효소활성을 조절하는 것으로 알려져 있다. S. coelicolor의 유전체에는 RraA와 아미노산 서열이 35.4% 이상 유사한 단백질을 코딩하는 유전자가 두 개 존재하는데, 그 중 하나인 rraAS2를 클로닝하여 E. coli RNase E의 효소활성을 조절하는지를 알아보았다. 그 결과 세포내에서 RraAS2를 발현시키면 RNase E의 과발현에 의해 저해된 세포의 생장을 RraA와 같이 효과적으로는 아니지만, 어느 정도 복원시키는 것을 확인하였다. 또한 RraAS2가 발현됨으로서 RNase E의 과발현에 의해 증가된 ColE1-타입 플라스미드의 복제 수를 14% 감소시키는 것을 관찰하였다. 이러한 결과는 RraAS2가 RNase E의 RNA I분자에 대한 효소 활성을 저해하는 능력을 가지고 있음을 시사한다. 동일한 배양조건에서 E. coli 세포내에서의 RNase E에 대한 RraAS2의 상대적인 발현양이 RraA에 비해 6.2배 낮은 것을 확인하였고, 이로 인해 RraAS2가 RNase E의 과발현에 의한 세포 생장의 저해를 복원하는데 필요한 모든 RNA의 가공과 분해속도를 효과적으로 조절하지는 못한다는 것을 추론할 수 있다.
최근 Escherichia coli에서 RNA의 분해와 가공과정에 중추적인 역할을 하는 리보핵산 내부분해효소인 RNase E의 효소활성을 조절하는 단백질 조절자인 RraA가 밝혀졌으며, 이 단백질은 E. coli RNase E의 효소활성 부위와 36%의 유사성을 가지는, Streptomyces coelicolor RNase ES의 효소활성을 조절하는 것으로 알려져 있다. S. coelicolor의 유전체에는 RraA와 아미노산 서열이 35.4% 이상 유사한 단백질을 코딩하는 유전자가 두 개 존재하는데, 그 중 하나인 rraAS2를 클로닝하여 E. coli RNase E의 효소활성을 조절하는지를 알아보았다. 그 결과 세포내에서 RraAS2를 발현시키면 RNase E의 과발현에 의해 저해된 세포의 생장을 RraA와 같이 효과적으로는 아니지만, 어느 정도 복원시키는 것을 확인하였다. 또한 RraAS2가 발현됨으로서 RNase E의 과발현에 의해 증가된 ColE1-타입 플라스미드의 복제 수를 14% 감소시키는 것을 관찰하였다. 이러한 결과는 RraAS2가 RNase E의 RNA I분자에 대한 효소 활성을 저해하는 능력을 가지고 있음을 시사한다. 동일한 배양조건에서 E. coli 세포내에서의 RNase E에 대한 RraAS2의 상대적인 발현양이 RraA에 비해 6.2배 낮은 것을 확인하였고, 이로 인해 RraAS2가 RNase E의 과발현에 의한 세포 생장의 저해를 복원하는데 필요한 모든 RNA의 가공과 분해속도를 효과적으로 조절하지는 못한다는 것을 추론할 수 있다.
RraA is a recently discovered protein inhibitor that regulates the enzymatic activity of RNase E, which plays a major role in the decay and processing of RNAs in Escherichia coli. It has also been shown to regulate the activity of RNase ES, a functional Streptomyces coelicolor ortholog of RNase E, w...
RraA is a recently discovered protein inhibitor that regulates the enzymatic activity of RNase E, which plays a major role in the decay and processing of RNAs in Escherichia coli. It has also been shown to regulate the activity of RNase ES, a functional Streptomyces coelicolor ortholog of RNase E, which has 36% identity to the amino-terminal region of RNase E. There are two open reading frames in S. coelicolor genome that can potentially encode proteins having more than 35.4% similarity to the amino acid sequence of RraA. DNA fragment encoding one of these RraA orthologs, designated as RraAS2 here, was amplified and cloned in to E. coli vector to test whether it has ability to regulate RNase E activity in E. coli cells. Co-expression of RraAS2 partially rescued E. coli cells over-producing RNase E from growth arrest, although not as efficiently as RraA, induced by the increased ribonucleolytic activity in the cells. The copy number of ColEl-type plasmid in these cells was also decreased by 14% compared to that in cells over-producing RNase E only, indicating the ability of RraAS2 to inhibit RNase E action on RNA I. We observed that the expression level of RraAS2 was lower than that of RraA by 4.2 folds under the same culture condition, suggesting that because of inefficient expression of RraAS2 in E. coli cells, co-expression of RraAS2 was not efficiently able to inhibit RNase E activity to the level for proper processing and decay of all RNA species that is required to restore normal cellular growth to the cells over-producing RNase E.
RraA is a recently discovered protein inhibitor that regulates the enzymatic activity of RNase E, which plays a major role in the decay and processing of RNAs in Escherichia coli. It has also been shown to regulate the activity of RNase ES, a functional Streptomyces coelicolor ortholog of RNase E, which has 36% identity to the amino-terminal region of RNase E. There are two open reading frames in S. coelicolor genome that can potentially encode proteins having more than 35.4% similarity to the amino acid sequence of RraA. DNA fragment encoding one of these RraA orthologs, designated as RraAS2 here, was amplified and cloned in to E. coli vector to test whether it has ability to regulate RNase E activity in E. coli cells. Co-expression of RraAS2 partially rescued E. coli cells over-producing RNase E from growth arrest, although not as efficiently as RraA, induced by the increased ribonucleolytic activity in the cells. The copy number of ColEl-type plasmid in these cells was also decreased by 14% compared to that in cells over-producing RNase E only, indicating the ability of RraAS2 to inhibit RNase E action on RNA I. We observed that the expression level of RraAS2 was lower than that of RraA by 4.2 folds under the same culture condition, suggesting that because of inefficient expression of RraAS2 in E. coli cells, co-expression of RraAS2 was not efficiently able to inhibit RNase E activity to the level for proper processing and decay of all RNA species that is required to restore normal cellular growth to the cells over-producing RNase E.
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문제 정의
S. coelicolore] 유전체에는 E. coli의 RraA와 아미노산 서열이 35.4% 이상 유사한 단백질을 코딩하는 유전자가 두 개 존재하는데 (Fig. 1), 본 연구에서는 그 중 하나인 RraASl E. coli 세포 내에서 발현시킴으로서 RNase E 효소 활성에 대한 영향을 알아보는 실험을 수행하였다.
대장균에서 RNase E는 ColEl-타입 플라스미드 DNA의 복제를 조절하는 안티센스 조절자인 RNA I을 특이적으로 절단함으로써 ColEl-타입 플라스미드의 복제 수를 조절하는 것으로 알려져 있으며(20), 이러한 원리를 이용하여 세포 내에서 RraAS2가 RNase E의 효소 활성에 어떻게 영향을 미치는지를 확인해 보았다. 이를 위하여 RNase E가 과발현된 상태에서 RraAS2를 함께 발현시킨 후 플라스미드(pKAN6-RmAS2)의 복제 수(copy number) 를 비교하여 보았다(Fig.
따라서 본 연구에서는 RraA의 S. coelicolor 동족체인 RraAS2 를 RNase E가 과발현된 대장균 세포 내에서 함께 발현시킴으로써 RraAS2가 RNase E의 세포 생장에 어떠한 영향을 미치는 가를 알아보았다. 이를 위하여 KSL2003 균주를 활용하였는데, 이 균주는 염색체 상에 me7\ 결실되고 세포 내 RNase E가 pLAC- RNE2> 통해서만 발현되며 RNase E의 발현은 lacUV5 프로모터에 의해 조절된다.
그러나 RNase E의 효소 활성을 어떻게 조절하는지에 관한 구체적인 기작에 대한 연구는 아직도 정확하게 밝혀져 있지 않다. 본 연구에서는 최근에 RNase E의 단백질 저해제라고 알려진 RraA의 S. coelicolor 동족체인 RraAS2가 세포 내에서 RNase E의 효소 활성에 어떠한 영향을 미치는 지를 알아보았다. 그 결과 RNase E와 RraAS2가 1:5.
제안 방법
c湖의 균주인 KSL2003과 pKAN6, pKAN6-RraA, pKAN6-RraA-His 플라스미드는 이전의 보고에서 설명하였다(11, 32). pKAN6-RraAS2 플라스미드는 S. coelicolor 의 유전체 상에서 £ co"의 RraA와 아미노산 서열의 유사성이 가장 높은 유전자를 PCR을 이용해 증폭하고, 제한효소 Ndel과 XbaJ을 이용하여 pKAN6 플라스미드에 클로닝 하였다. 이때 사용된 프라이머는 rraA2F-5'; S-AArTCATATGTCACTCCCCCGT CCC-3, 와 SCO7163B 3'; 5, -ATTATCTAGATCACCGCTTCGAGG CGCGCCAC3이다.
2A). KSL2003 균주에서 RraASl 동시에 발현시키기 위하여 pKAN6-RraAS2 플라스미드를 KSL2003 균주 내로 삽입하여 형질 전환하였다. 이 플라스미드는 kanamycin에 저항성을 가지고 있으며 RraAS2 발현 정도는 아라비노스 프로모터(PBAD)에 의하여 조절된다.
pKAN6, pKAN6-RraA, pKAN6-RraA-His, pKAN6-RraAS2 또는 pKAN6-RraAS2-His 플라스미드를 가진 KSL2003 세포를 10 μM 의 IPTG가 포함된 배지에서 키운 다음, OD600=0.1이 되면 IPTG 농도를 1,000 μM로 증가시켜 RNase E를 과발현 시킴과 동시에 0.2% 아라비노스(arabinose)를 첨가하여 RraA, RraA-His, RraAS2, 또는 RraAS2-His를 발현시켰다. OD600=0.
이때 사용된 프라이머는 rraA2F-5'; S-AArTCATATGTCACTCCCCCGT CCC-3, 와 SCO7163B 3'; 5, -ATTATCTAGATCACCGCTTCGAGG CGCGCCAC3이다. pKAN6-RraAS2-His는 카르복실기 말단 부분에 hexahistidine-tag된 RraAS2 (RraAS2-His)를 발현시키기 위하여 pKAN6-RraAS2의 제작과 유사한 방법으로 제작하였으며, 이때 사용한 프라이머는rraA2F-S와 rraA2-hisB 3'; S-CTACGTC TAGATCAGrGGrGGrGGrGGTGOTGCCGCTTCGAGGCGCGC CA3 이다.
2)im; Whatman)에 트랜스퍼하여 항Rne, 항S1, 항His-tag 항체를 이용하여 분석하였다. 단백질 밴드의 상대적인 양은 Versa Doc 이미징 시스템과 Quantity One 소프트웨어를 이용하여 정량하였다.
2% bromophenol blue, 30% glycerol, 200 mM g-mercaptoethanol)에 넣고 10분 동안 끓인 후, 12% aciylamide 젤에서 전체 단백질들을 분리하였다. 분리 된 단백질들은 nitrocellulose membrane (Protran®, 0.2)im; Whatman)에 트랜스퍼하여 항Rne, 항S1, 항His-tag 항체를 이용하여 분석하였다. 단백질 밴드의 상대적인 양은 Versa Doc 이미징 시스템과 Quantity One 소프트웨어를 이용하여 정량하였다.
2A). 세포 내에서 RraA와 RraAS2가 정상적으로 발현되는 것을 알아보기 위하여, C-말단에 히스티딘-tag을 포함한 RraA (RraA-His)와 RraAS2 (RraAS2-His) 를 각각 같은 조건에서 KSL2003 세포에서 발현시켜서 항His- tag 항체를 이용한 western blot 분석을 통해서 확인하였다(Fig. 2B). 그 결과 항His 항체가 RraA-His와 RraAS2-His에 같은 비율로 결합한다고 생각하고 각각의 분자량을 고려해 보았을 때, 세포내에서 RraAS2-His가 RraA-His에 비하여 4.
이를 위하여 RNase E가 과발현된 상태에서 RraAS2를 함께 발현시킨 후 플라스미드(pKAN6-RmAS2)의 복제 수(copy number) 를 비교하여 보았다(Fig. 2C). ImM IPTG가 포함된 배지에서 세포를 배양하면 과발현된 Rne에 의해 ColEl타입 플라스미드인 pKAN6의 복제 수가 lOpiM IPTG가 포함되었을 때에 비해 약 3 배 정도 증가함을 관찰할 수 있었다.
9% agarose 젤에서 분리하였다. 플라스미드 복제 수는 Rne의 복제와 독립적으로 복제가 이루어지는 pSClOl에서 유래한 pLAC-RNE2 플라스미드(19)의 양에 대한 상대적인 비율로 계산되었으며, 이는 pLAC-RNE2와 ColEl 타입 플라스미드(pKAN6, pKAN6-RraA, or pKAN6-RiaAS2)들의 크기를 고려하여 플라스미드의 분자수 비율 (molar ratio)을 측정함으로써 계산되었다.
대상 데이터
coelicolor 동족체인 RraAS2 를 RNase E가 과발현된 대장균 세포 내에서 함께 발현시킴으로써 RraAS2가 RNase E의 세포 생장에 어떠한 영향을 미치는 가를 알아보았다. 이를 위하여 KSL2003 균주를 활용하였는데, 이 균주는 염색체 상에 me7\ 결실되고 세포 내 RNase E가 pLAC- RNE2> 통해서만 발현되며 RNase E의 발현은 lacUV5 프로모터에 의해 조절된다. 그러므로 1~10μM의 IPTG를 배지에 첨가하면 KSL2003 세포에서 RNase E (Rne)가 정상 수준으로 발현되어 염색체 상에 me가 결실되어 있더라도 세포가 정상적으로 생장할 수 있다.
성능/효과
2C). ImM IPTG가 포함된 배지에서 세포를 배양하면 과발현된 Rne에 의해 ColEl타입 플라스미드인 pKAN6의 복제 수가 lOpiM IPTG가 포함되었을 때에 비해 약 3 배 정도 증가함을 관찰할 수 있었다. 그리고 1 mM IFTG와 0.
3배 정도 많이 발현되는 것을 확인할 수 있었다. RraA-His는 세포의 생장이나 RNase E의 효소 활성 저해에서 RraA와 같은 표현형을 보였으며, RraAS2-His 는 세포의 생장에서 RraAS2와 같은 표현형을 보였다(자료 미제시).
2A). RraA와는 달리 RraAS2를 같은 배지에서 과발현 시켰을 때는 RraA만큼 효과적이지 않지만, Rne 만을 과발현시켰을 때와 비교하면 어느 정도 세포의 생장을 복원시키는 것을 확인할 수 있었다(Fig. 2A). 세포 내에서 RraA와 RraAS2가 정상적으로 발현되는 것을 알아보기 위하여, C-말단에 히스티딘-tag을 포함한 RraA (RraA-His)와 RraAS2 (RraAS2-His) 를 각각 같은 조건에서 KSL2003 세포에서 발현시켜서 항His- tag 항체를 이용한 western blot 분석을 통해서 확인하였다(Fig.
coelicolor 동족체인 RraAS2가 세포 내에서 RNase E의 효소 활성에 어떠한 영향을 미치는 지를 알아보았다. 그 결과 RNase E와 RraAS2가 1:5.3의 농도 비율로 세포 내에서 발현되었을 때, RraAS2가 RNase E의 RNA I에 대한 효소 활성을 약 14% 저해시켰으며, RraAS2가 RNase E의 과발현에 의한 세포의 생장 저해를 RraA 만큼 효과적이지는 않으나, 어느 정도 복원시키는 것을 관찰하였다. E.
2B). 그 결과 항His 항체가 RraA-His와 RraAS2-His에 같은 비율로 결합한다고 생각하고 각각의 분자량을 고려해 보았을 때, 세포내에서 RraAS2-His가 RraA-His에 비하여 4.2배 정도 적게 발현된다는 것을 확인할 수 있었다. 또한 과발현된 RNase E에 의해 저해된 세포의 생장을 복구시키는 RraA의 발현양을 보면과발현된 RNase E 양에 비해 RraA는 33.
2% arabinose가 포함된 배지에서 RNase E와 RraA를 함께 발현시켰을 때의 플라스미드 복제수는 정상적인 세포에서의 플라스미드 복제 수와 비슷한 수준으로 감소함을 관찰할 수 있었다. 그러나 KSL2003 세포에서 RNase E와 RraAS2를 동시에 과발현 시켰을 때를 보면 각각의 플라스미드의 사이즈를 고려해 볼 때 RNase E만 과발현 시켰을 때에 비해 복제 수가 약 14% 감소함을 관찰하였다. 이러한 실험결과를 통해 RNase E가 과발현된 KSL2003 균주에서 RraAS2를 함께 발현 시키면 RNase E의 RNA I에 대한 효소 활성을 어느 정도 감소시켜 결과적으로 ColEl-타입 플라스미드의 복제 수를 감소시킨다는 것을 유추할 수 있다.
ImM IPTG가 포함된 배지에서 세포를 배양하면 과발현된 Rne에 의해 ColEl타입 플라스미드인 pKAN6의 복제 수가 lOpiM IPTG가 포함되었을 때에 비해 약 3 배 정도 증가함을 관찰할 수 있었다. 그리고 1 mM IFTG와 0.2% arabinose가 포함된 배지에서 RNase E와 RraA를 함께 발현시켰을 때의 플라스미드 복제수는 정상적인 세포에서의 플라스미드 복제 수와 비슷한 수준으로 감소함을 관찰할 수 있었다. 그러나 KSL2003 세포에서 RNase E와 RraAS2를 동시에 과발현 시켰을 때를 보면 각각의 플라스미드의 사이즈를 고려해 볼 때 RNase E만 과발현 시켰을 때에 비해 복제 수가 약 14% 감소함을 관찰하였다.
2배 정도 적게 발현된다는 것을 확인할 수 있었다. 또한 과발현된 RNase E에 의해 저해된 세포의 생장을 복구시키는 RraA의 발현양을 보면과발현된 RNase E 양에 비해 RraA는 33.1 배 정도 많이 발현되는 것을 확인할 수 있었고, 같은 방법으로 RraAS2의 발현양을보면 과발현된 RNase E 양에 비해 5.3배 정도 많이 발현되는 것을 확인할 수 있었다. RraA-His는 세포의 생장이나 RNase E의 효소 활성 저해에서 RraA와 같은 표현형을 보였으며, RraAS2-His 는 세포의 생장에서 RraAS2와 같은 표현형을 보였다(자료 미제시).
그러나 KSL2003 세포에서 RNase E와 RraAS2를 동시에 과발현 시켰을 때를 보면 각각의 플라스미드의 사이즈를 고려해 볼 때 RNase E만 과발현 시켰을 때에 비해 복제 수가 약 14% 감소함을 관찰하였다. 이러한 실험결과를 통해 RNase E가 과발현된 KSL2003 균주에서 RraAS2를 함께 발현 시키면 RNase E의 RNA I에 대한 효소 활성을 어느 정도 감소시켜 결과적으로 ColEl-타입 플라스미드의 복제 수를 감소시킨다는 것을 유추할 수 있다.
이 플라스미드는 kanamycin에 저항성을 가지고 있으며 RraAS2 발현 정도는 아라비노스 프로모터(PBAD)에 의하여 조절된다. 이미 알려진 바와 같이, 1 mM IPTG와 0.2% 아라비노스가 포함된 배지에서 세포를 배양하여 Rne와 RraA 두 단백질을 동시에 과발현 시켰을 때와, RraA를 발현시키지 않는 공 벡터 (pKAN6)만을 발현 시켰을 때의 세포의 생장속도를 비교 해보면과 발현된 RNase E에 의해 저해된 세포의 생장을 RraA가 동시에 과발현함으로써 세포의 생장이 정상수준으로 회복시키는 것을 확인할 수 있었다(Fig. 2A). RraA와는 달리 RraAS2를 같은 배지에서 과발현 시켰을 때는 RraA만큼 효과적이지 않지만, Rne 만을 과발현시켰을 때와 비교하면 어느 정도 세포의 생장을 복원시키는 것을 확인할 수 있었다(Fig.
후속연구
2배 가량 낮은 것을 감안하면, RraAS2가 RNase E의 효소 활성을 저해한다고 추정할 수 있다. 앞으로 S. coelicolor 내에서 직접 RNase ES에 대한 RraAS2의 역할을 확인해 보는 실험을 수행할 예정이며, 이러한 연구를 통해 세균 내에서 RNase E 동족체의 효소 활성이 어떻게 조절되는지에 관한 기작을 밝히는데 도움을 줄 것으로 기대한다.
참고문헌 (34)
Apirion, D. and A.B. Lassar. 1978. A conditional lethal mutant of Escherichia coli which affects the processing of ribosomal RNA. J. Biol. Chem. 253, 1738-1742
Callaghan, A.J., M.J. Marcaida, J.A. Stead, K.J. McDowall, W.G. Scott, and B.F. Luisi. 2005. Structure of Escherichia coli RNase E catalytic domain and implications for RNA turnover. Nature 437, 1187-1191
Carpousis, A.J., G.V. Houwe, C. Ehretsmann, and H.M. Krisch. 1994. Co-purification of E. coli RNase E and PNPase: Evidence for a specific association between two enzymes important in RNA processing and degradation. Cell. 76, 889-900
Condon, C., J. Rourera, D. Brechemier-Baey, and H. Putzer. 2002. Ribonuclease M5 has few, if any, mRNA substrates in Bacillus subtilis. J. Bacterial. 184, 2845-2849
Feng, Y., H. Huang, J. Liao, and S.N. Cohen. 2001. Escherichia coli poly(A)-binding proteins that interact with components of degradosomes or impede RNA decay mediated by polynucleotide phosphorylase and RNase E. J. Biol. Chem. 276, 31651-31656
Gao, I., K. Lee, M. Zhao, J. Qiu, X. Zhan, A. Saxena, C.J. Moore, S.N. Cohen, and G. Georgiou. 2006. Differential modulation of E. coli mRNA abundance by inhibitory proteins that alter the composition of the degradosome. Mol. Microbiol. 61, 394-406
Gurevitz, M. and D. Apirion. 1983. Interplay among processing and degradative enzymes and a precursor ribonucleic acid in the selective maturation and maintenance of ribonucleic acid molecules. Biochemistry 22, 4000-4005
Gurevitz, M., S.K. Jain, and D. Apirion. 1983. Identification of a precursor molecular for the RNA moiety of the processing enzyme RNase P. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 80, 4450-4454
Huang, H., J. Liao, and S.N. Cohen. 1998. Poly(A)- and poly(U)- specific RNA 3'tail shortening by E. coli ribonuclease E. Nature 391, 99-102
Jain, C. and J.G. Belasco. 1995. RNase E autoregulates its synthesis by controlling the degradation rate of its own mRNA in Escherichia coli: unusual sensitivity of the rne transcript to RNase E activity. Genes Dev. 9, 84-96
Kalapos, M.P., H. Paulusb, and N. Sarkara. 1997. Identification of ribosomal protein S1 as a poly(A) binding protein in Escherichia coli. Biochimie 79, 493-502
Kim, S., H. Kim, I. Park, and Y. Lee. 1996. Mutational analysis of RNA structures and sequences postulated to affect 3' processing of M1 RNA, the RNA component of Escherichia coli RNase P. J. Biol. Chem. 271, 19330-19337
Lee, K., J.A. Bernstein, and S.N. Cohen. 2002. RNase G complementation of rne null mutation identifies functional interrelationships with RNase E in Escherichia coli. Mol. Microbiol. 43, 1445-1456
Lee, K. and S.N. Cohen. 2003. A Streptomyces coelicolor functional orthologue of Escherichia coli RNase E shows shuffling of catalytic and PNPase-binding domains. Mol. Microbiol. 48, 349-360
Lee, K., X. Zhan, J. Gao, J. Qiu, Y. Feng, R. Meganathan, S.N. Cohen, and G. Georgiou. 2003. RraA: a protein Inhibitor of RNase E activity that globally modulates RNA abundance in E. coli. Cell. 114, 623-634
Leroy, A., N.F. Vanzo, S. Sousa, M. Dreyfus, and A.J. Carpousis. 2002. Function in Escherichia coli of the non-catalytic part of RNase E: role in the degradation of ribosome-free mRNA. Mol. Microbiol. 45, 1231-1243
Li, Z., S. Pandit, and M.P. Deutscher. 1999. RNase G (CafA protein) and RNase E are both required for the 5' maturation of 16S ribosomal RNA. EMBO J. 18, 2878-2885
Lin-Chao, S. and S.N. Cohen. 1991. The rate of processing and degradation of antisense RNA I regulates the replication of ColE1-type plasmids in vivo. Cell. 65, 1233-1242
Lin-Chao, S., T.T. Wong, K.J. McDowall, and S.N. Cohen. 1994. Effects of nucleotide sequence on the specificity of rne-dependent and RNase E-mediated cleavages of RNA I encoded by the pBR322 plasmid J. Biol. Chem. 269, 10797-10803
Liou, G.G., W.N. Jane, S.N. Cohen, N.S. Lin, and S. Lin-Chao. 2001. RNA degradosomes exist in vivo in Escherichia coli as multicomponent complexes associated with the cytoplasmic membrane via the N-terminal region of ribonuclease E. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 63-68
Masse, E., F.E. Escorcia, and S. Gottesman. 2003. Coupled degradation of a small regulatory RNA and its mRNA targets in Escherichia coli. Genes Dev. 17, 2374-2383
McDowall, K.J. and S.N. Cohen. 1996. The N-terminal domain of the rne gene product has RNase E activity and is non-overlapping with the arginine-rich RNA-binding motif. J. Mol. Biol. 255, 349-355
Miczak, A., V.R. Kaberdin, C.L. Wei, and S. Lin-Chao. 1996. Proteins associated with RNase E in a multicomponent ribonucleolytic complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 3865-3869
Morita, T., H. Kawamoto, T. Mizota, T. Inada, and H. Aiba. 2004. Enolase in the RNA degradosome plays a crucial role in the rapid decay of glucose transporter mRNA in the response to phosphor-sugar stress in Escherichia coli. Mol. Microbiol. 54, 1063-1075
Morita, T., Y. Mochizuki, and H. Aiba. 2006. Translational repression is sufficient for gene silencing by bacterial small non-coding RNAs in the absence of mRNA destruction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103, 4858-4863
Mudd, E.A. and C.F. Higgins. 1993. Escherichia coli endoribonuclease RNase E : autoregulation of expression and site-specific cleavage of mRNA. Mol. Microbiol. 9, 557-568
Taraseviciene, L., G.R. Bjork, and B.E. Uhlin. 1995. Evidence for an RNA binding region in the Escherichia coli processing endoribonuclease RNase E. J. Biol. Chem. 270, 26391-26398
Vanzo, N.F., Y.S. Li, B. Py, E. Blum, C.F. Higgins, L.C. Raynal, H.M. Krisch, and A.J. Carpousis. 1998. Ribonuclease E organizes the protein interactions in the Escherichia coli RNA degradosome. Genes Dev. 12, 2770-2781
Walsh, A.P., M.R. Tock, M.H. Mallen, V.R. Kaberdin, A.V. Gabain, and K.J. McDowall. 2001. Cleavage of poly (A) tails on the 3'-end of RNA by ribonuclease E of Escherichia coli. Nucleic Acids Res. 29, 1864-1871
Yeom, J.H. and K. Lee. 2006. RraA rescues Escherichia coli cells over-producing RNase E from growth arrest by modulating the ribonucleolytic activity. Biochem. Biophys. Res. Commun. 345, 1372-1376
Yeom, J.H., E. Shin, H. Go, S. Sim, and K. Lee. 2008. Functional implications of the conserved action of regulators of ribonuclease activity. J. Microbiol. Biotechnol. Article in press
Yeom, J.H., H. Go, E. Shin, H.L. Kim, S.H. Han, C.J. Moore, J. Bae, and K. Lee. 2008. Inhibitory effects of RraA and RraB on RNAse E-related enzymes imply conserved functions in the regulated enzymatic cleavage of RNA. FEMS Microbiol. Lett. Article in press
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