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홍조류(Kappaphycus alvarezii)의 동시 당화 발효를 이용한 바이오에탄올의 생산
Bioethanol Production from Seaweed Kappaphycus alvarezii by Simultaneous Saccharification and Fermentation 원문보기

Microbiology and biotechnology letters = 한국미생물·생명공학회지, v.44 no.2, 2016년, pp.145 - 149  

라채훈 (부경대학교 생물공학과) ,  김성구 (부경대학교 생물공학과)

초록
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해조류 중 홍조류인 K. alvarezii로부터 동시 당화 발효(SSF)를 위한 효소 당화 및 균 배양 온도를 검토하고, 기존의 동시 당화 발효(SSF) 를 개선하기 위해 2단계 동시 당화 발효(SSF)를 수행하였다. 효소 당화와 균 성장 온도를 고려하였을 때 동시 당화 발효(SSF)에 적용하는 배양 온도는 40°C를 선택하여 실험을 진행하였다. 비순치 효모(wild type)와 고농도 갈락토오스에 순치한 효모(adapted yeast to galactose)를 이용한 동시 당화 발효(SSF)를 실시한 결과 발효 156시간에 9.1 g/l의 에탄올 수율(YEtOH) 0.24와 10.2 g/l의 에탄올 수율(YEtOH) 0.27을 나타내었다. 이러한 기존의 동시 당화 발효(SSF)를 개선한 2단계 동시 당화 발효(SSF)는 에탄올 생산 수율이 0.27에서 0.35로 27.5% 증가하였으며, 에탄올 발효 시간도 156시간에서 96시간으로 61.5% 감소하였다. 이러한 연구결과는 해양 바이오매스인 해조류로부터 바이오연료 생산과정에 있어 기초적인 정보를 제공할 것이다.

Abstract AI-Helper 아이콘AI-Helper

Thermal acid hydrolysis pretreatment of Kappaphycus alvarezii was carried out with 12% (w/v) seaweed slurry and 180 mM H2SO4 at 140°C for 5 min. Utility of the thermotolerant yeast Kluyveromyces marxianus KCTC7150 was evaluated with respect to cell growth and ethanol fermentation at 40°C w...

주제어

AI 본문요약
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제안 방법

  • 본 연구에서는 홍조류 K. alvarezii를 황산으로 전처리 한뒤 이어서 상용효소와 열내성 효모 Kluyveromyces marxianus KCTC 7150를 첨가하여 fiber의 cellulose를 분해하며 동시에 발효하는 동시 당화 발효(SSF) 공정을 적용하여 바이오에탄올 발효를 수행하고자 한다.
  • 홍조류 K. alvarezii을 이용하여 산 촉매 열가수분해를 통한 전처리를 실시하고, 동시 당화 발효(SSF)를 위해 효소 당화와 균 성장 온도를 확인하였다. 산 촉매 열가수분해를 실시한 후 5 N NaOH를 이용하여 pH를 5.
  • alvarezii 가수분해산물과 K. marxianus KCTC 7150 균주를 이용하여 250 ml 플라스크 안에 100 ml working volume으로 에탄올 발효를 실시하였다. K.
  • K. marxianus KCTC 7150는 glucose, xylose, mannose, galactose 등을 이용할 수 있으며[10], 이러한 glucose와 galactose의 혼합당에 대하여 동시 당화 발효(SSF)를 수행하였다. Fig.
  • 배양 온도에 따른 K. marxianus KCTC7150의 균 성장(DCW, g/l)은 YPD medium (yeast extract 10.0 g/l, peptone 20.0 g/l, glucose 20.0 g/l)을 이용하여 각각 온도별로 30°C, 35°C, 40°C, 45°C에서 150 rpm, 24시간 동안 분석을 실시하였다. 동시 당화 발효(SSF)에 사용된 K.
  • 동시 당화 발효(SSF)의 2단계 배양과정은 첫 번째 단계인 효소 당화 온도를 40°C로 유지하다가 효소 당화가 끝나는 시점에 두 번째 단계인 배양 온도를 30°C로 낮추어 에탄올 발효를 수행하였다. Fig.
  • marxianus KCTC 7150의 에탄올 전환수율이 낮음을 알 수 있었다. 따라서 에탄올 생산 효율을 높이기 위해 2단계 동시 당화 발효(SSF)를 수행하였다.
  • 배양 온도 45°C에서는 균 성장이 억제되는 경향이 나타났으며, 이는 Lertwattanasakul 등[6]에서 보고된 바와 같이 높은 온도에서는 효모의 대사활성도가 감소하여 균 성장이 떨어진다는 내용과 일치하였다. 따라서 효소 당화와 균 성장 온도를 고려하였을 때 동시 당화 발효(SSF)에 적용하는 균 배양 온도는 40°C를 선택하여 실험을 진행하였다. 12% (w/v) K.
  • 동시 당화 발효는 250 ml 플라스크안에 100 ml working volume으로 산촉매 열가수분해 처리 후 적절한 온도에서 효소 당화와 에탄올 발효를 동시에 실시하였다. 또한 동시 당화 발효(SSF)의 에탄올 생산 효율을 높이기 위해 30시간 동안은 효소 반응 온도를 40°로 유지하다가 효소 당화가 끝나면 배양 온도를 30°C로 낮추어 에탄올 발효를 수행하였다.
  • 5 L (854 endo-glucanase unit U/ml; Novozymes, Bagsvaerd, Denmark)를 16 U/ml로 희석하여 1대 1 비율로 첨가하여 40°C에서 48시간 동안 반응시켰다. 또한 온도별로 30, 35, 40, 그리고 45°C로 달리하여 효소의 당화온도를 확인하였다. 효소 당화의 처리효율(Es, %)은 식 (1)로 나타낼 수 있다.

대상 데이터

  • 본 실험에서는 에탄올 발효를 위한 기질로 인도네시아산 K. alvarezii를 사용하였으며, 바이올시스템즈 회사(고흥군, 전남)에서 공급받아 자연건조 후 분쇄기로 갈아서 입자 크기가 355 μm (45 mesh) 이하의 분말을 사용하였다. K.
  • alvarezii 가수분해산물에서 고농도 당 순치를 한 K. marxianus KCTC 7150를 사용하였다. 고농도 당 순치 효모는 종배양 배지 YPG broth에서 5 ml의 균을 취하여 100 ml 플라스크 안에 50 ml working volume의 YPHG (yeast extract 10.

이론/모형

  • K. alvarezii의 구성성분 분석은 부경대학교 사료영양연구소에 의뢰하였으며, AOAC 방법에 의해 분석을 실시하였다[11].
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참고문헌 (13)

  1. Alfani A, Gallifuoco FF, Saporosi A, Spera A, Cantarella M. 2000. Comparison of SHF and SSF process for bioconversion of steam-exploded wheat straw. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 25: 184?192. 

  2. Cho HY, Ra CH, Kim SK. 2014. Ethanol production from the seaweed, Gelidium amansii using specific sugar acclimated yeasts. J. Microbiol. Biotechnol. 24: 264?269. 

  3. Jung YH, Kim IJ, Kim HK, Kim KH. 2013. Dilute acid pretreatment of lignocellulose for whole slurry ethanol fermentation. Bioresour. Technol. 132: 109?114. 

  4. Koyama M, Sugiyama J, Itoh T. 1997. Systematic survey on crystalline features of algal celluloses. Cellulose. 4: 147?160. 

  5. Lee SM, Lee JH. 2012. Ethanol fermentation for main sugar components of brown-algae using various yeasts. J. Ind. Eng. Chem. 18: 16?18. 

  6. Lertwattanasakul N, Kosaka T, Hosoyama A, Suzuki Y, Rodrussamee N, Matsutani M, et al. 2015. Genetic basis of the highly efficient yeast Kluyveromyces marxianus: complete genome sequence and transcriptome analyses. Biotechnol. Biofuels. 8: 47?59. 

  7. Lin L, Tako M, Hongo F. 2000. Isolation and characterization of I-carrageenan from Eucheuma serra (Togekirinsai). J. Appl. Glycosci. 47: 303?310. 

  8. Ra CH, Jeong GT, Shin MK, Kim SK. 2013. Biotransformation of 5-hydroxymethylfurfural (HMF) by Scheffersomyces stipitis during ethanol fermentation of hydrolysate of the seaweed Gelidium amansii. Bioresour. Technol. 140: 421?425. 

  9. Roesijadi G, Jones SB, Snowden-Swan LJ, Zhu Y. 2010. Macroalgae as a Biomass Feedstock: A Preliminary Analysis, PNNL 19944. Pacific Northwest National Laboratory, Washington, USA. 

  10. Rouhollah H, Iraj N, Giti E, Sorah A. 2007. Mixed sugar fermentation by Pichia stipitis, Saccharomyces cerevisiae, and an isolated xylose-fermenting Kluyveromyces marxianus and their cocultures. Afr. J. Biotechnol. 6: 1110?1114. 

  11. Sanchez-Machado DI, Lopez-Cervantes J, Paseiro-Losada P, Lopez-Hernandez J. 2004. Fatty acids, total lipid, protein and ash contents of processed edible seaweeds. Food Chem. 85: 439?444. 

  12. Tan IS, Lee KT. 2015. Solid acid catalysts pretreatment and enzymatic hydrolysis of macroalgae cellulosic residue for the production of bioethanol. Carbohydr. Polym. 124: 311?321. 

  13. Yuan WJ, Zhao XQ, Ge XM, Bai FW. 2008. Ethanol fermentation with Kluyveromyces marxianus from Jerusalem artichoke grown in salina and irrigated with a mixture of seawater and freshwater. J. Appl. Microbiol. 105: 2076?2083. 

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