Verification of Biological Activities and Tyrosinase Inhibition of Ethanol Extracts from Hemp Seed (Cannabis sativa L.) Fermented with Lactic Acid Bacteria
대마씨(Hemp seed; seed of Cannabis sativa L.)는 삼과에 속하는 1년생 초본 식물이며, 면역력 증가, 동맥 경화증, 변비, 고지혈증 예방, 항염증제, 항암제 등 다양한 생물학적 기능을 수행하는 것으로 보고되었다. 본 연구에서는 유산균을 이용한 발효 대마씨 추출물의 효능를 조사하였다. 그 결과, Staphylococcus aureus에 대한 항균 활성은 발효하지 않은 대마씨 추출물에 비해 현저히 증가되었으며, 특히 Bacillus cereus에 대하여 발효한 대마씨 추출물에서 항균 활성이 새롭게 나타났다. 또한, 유산균 발효 대마씨 추출물의 총 폴리페놀 함량과 DPPH 라디칼 소거능, SOD 유사 활성, ${\alpha}$-glucosidase 저해 활성은 발효하지 않은 대마씨 추출물에 비해 각각 증가됨을 확인하였다. 추가적으로 멜라닌 증가 물질로 알려진 tyrosinase의 저해 활성도 발효하지 않은 유산균에 비해 증가되었다. 이러한 결과들을 통해 유산균으로 발효한 대마씨 추출물은 항산화, ${\alpha}$-glucosidase 저해 활성 및 tyrosinase 저해 활성을 촉진시키며, 따라서 유산균으로 발효한 대마씨 추출물을 이용한 기능성 소재 및 식품 개발로의 활용이 가능할 것으로 기대한다.
Abstract
Hemp seed (Cannabis sativa L.; HS), an annual herbaceous plant in the Cannabis genus, has been reported to play various biological functions in immunity increase, atherosclerosis, constipation, hyperlipidemia prevention, anti-inflammatory, and anti-cancer. In recently years, as superfood, the growing interest in the health care benefits of hemp seed has led to increased consumption. In this study, we investigated the effect of an ethanol extract of HS fermented with lactic acid bacteria (Lactobacillus plantarum KCTC 3107, L. plantarum KCTC 3108, L. brevis BHN-LAB128, L. paracasei BHN-LAB129). An antibacterial activity against Staphylococcus aureus and Bacillus cereus were 13.99 mm and 15.17 mm, respectively. The ethanol extracts of fermented hemp seed by lactic acid bacteria that the contents of total polyphenol, total flavonoid content, DPPH radical scavenging activity, SOD-like activity, and ${\alpha}$-glucosidase inhibitory activity were increased compared to non-fermented hemp seed. Also, tyrosinase inhibitory activity of the fermented hemp seed (FHS), known to melanin increasing substance was increased. In these results, we suggested that FHS have effects of anti-oxidant, ${\alpha}$-glucosidase inhibitory activity, and tyrosinase inhibitory activity. Hence, we proposed that FHS has possible to development as functional foods and cosmetics.
따라서, 본 연구를 통하여 다양한 생리 활성을 보이는 대마 씨에 유산균을 접종(FHS)하여 발효한 추출물의 생리 활성 및 다양한 기능성 변화를 탐색하여 새로운 활용방안을 확인해 보고자 한다.
따라서, 본 연구를 통하여 다양한 생리 활성을 보이는 대마 씨에 유산균을 접종(FHS)하여 발효한 추출물의 생리 활성 및 다양한 기능성 변화를 탐색하여 새로운 활용방안을 확인해 보고자 한다.
제안 방법
따라서 본 연구를 통해 다양한 유산균을 이용하여 발효한 대마씨 추출물의 총 폴리페놀과 총 플라보노이드를 측정하였다.
폴리페놀과 플라보노이드는 피토케미컬에 포함된 화합물로써 거의 모든 식물에 함유되어 있으며 항염, 항암 및 항산화 등의 다양한 생리 활성에 관여한다고 보고되었다[7, 14]. 따라서 본 연구를 통해 다양한 유산균을 이용하여 발효한 대마씨 추출물의 총 폴리페놀과 총 플라보노이드를 측정하였다. 1mg/ml 농도로 처리한 발효 대마씨의 총 폴리페놀 함량은 발효하지 않은 대마씨 추출물 22.
본 연구에서는 다양한 유산균을 이용하여 발효된 대마씨 추출물의 α-glucosidase 저해를 통한 항당뇨 활성을 분석하였다.
따라서 이러한 α-glucosidase를 저해시키는 물질은 당질 가수분해 및 흡수를 저해시켜 당뇨와 같은 질병을 치료할 수 있는 물질을 개발하는데 유용하다[2]. 본 연구에서는 다양한유산균을 이용하여 발효된 대마씨 추출물의 α-glucosidase 저해를 통한 항당뇨 활성을 분석하였다. 양성대조구로 사용된 acarbose (1 mM)는 49.
본 연구에서는 유산균 발효 대마씨 추출물의 tyrosinase의 저해 활성을 분석하였으며, 양성대조구로 tyrosinase 저해 물질인 ascorbic acid (500 ug/ml)를 사용하였다.
현재 멜라닌 생성 억제제는 ascorbic acid (Vitmaine C), arbutin, kojic acid 등이 대표적 물질로 알려져 있으며, 이러한 tyrosinase 활성 억제를 통해 다양한 미백 연구가 진행 중이다[5, 12, 16, 27]. 본 연구에서는 유산균 발효 대마씨 추출물의 tyrosinase의 저해 활성을 분석하였으며, 양성대조구로 tyrosinase 저해 물질인 ascorbic acid (500 ug/ml)를 사용하였다. 1 mg/ml의 농도로 처리한 발효하지 않은 대마씨 추출물에 비해 동일한 농도를 처리한 유산균 발효 대마씨 추출물의 tyrosinase 저해 활성은 모든 유산균으로 발효한 대마씨 추출물에서 유의적으로 증가된 tyrosinase 저해 활성이 나타났다(Fig.
대상 데이터
본 연구에서 사용된 대마씨는 동명 홍삼 업체에서 캐나다산을 구매하여, 분쇄 후 사용하였다.
본 연구에서 사용된 대마씨는 동명 홍삼 업체에서 캐나다산을 구매하여, 분쇄 후 사용하였다. Sodium carbonate (Na2CO3), Folin-ciocalteu, Gallic acid, TRIS hydrochloride (Tris-HCl), Pyrogallol (C6H3(OH)3), Hydrochloric acid (HCl), L-Ascorbic acid (Vitamin C), Acarbose, p-nitrophenyl β-D-glucoside(pNPG), Sodium phosphate (monobasic, dibasic), α-glucosidase enzyme, 3,4-dihydroxyphenylalanine (L-DOPA), Tyrosinase enzyme 은 Sigma Aldrich (St.
본 연구에서 사용된 유산균은 Korea Collection for Type Culture (KCTC, Korea)에서 분양 받은 Lactobacillus plantarum KCTC 3107, Lactobacillus plantarum KCTC 3108 과 분리 균주 Lactobacillus brevis BHN-LAB 128, Lactobacillus paracasei BHN-LAB 129 를 사용하였으며 분리 균주 2종은 동정을 진행하였다(Fig. 1).
본 연구에서 사용된 유산균은 Korea Collection for Type Culture (KCTC, Korea)에서 분양 받은 Lactobacillus plantarum KCTC 3107, Lactobacillus plantarum KCTC 3108 과 분리 균주 Lactobacillus brevis BHN-LAB 128, Lactobacillus paracasei BHN-LAB 129 를 사용하였으며 분리 균주 2종은 동정을 진행하였다(Fig. 1). 동결 건조된 균주는 MRS 배지에 48시간 동안 37℃에서 배양하여 사용하였다.
데이터처리
각 그룹 간 평균은 SPSS (SPSS Inc., Armonk, NY, USA)를 이용한 비모수적 Kruskal-Wallis 및 Mann-Whitney 분석을 사용하여 비교하였으며, p<0.01, p<0.05 수준에서 유의성을 검정하였다.
모든 실험은 3회 반복하여 진행하였으며, 결과 값은 Mean ± standard deviation (SD)로 나타내었다. 각 그룹 간 평균은 SPSS (SPSS Inc., Armonk, NY, USA)를 이용한 비 모수적 Kruskal-Wallis 및 Mann-Whitney 분석을 사용하여 비교하였으며, p<0.01, p<0.05 수준에서 유의성을 검정하였다.
이론/모형
총 폴리페놀 함량은 Folin-Denis 방법을 활용하여 진행하였으며 [34], 96 well plate에 시험 물질 10 ul와 Na2CO3 시약 200 ul, 50% folin 시약 10 ul를 넣고 잘 혼합한 후, 알루미늄 호일로 빛을 차단시킨 상태에서 30분 동안 상온에서 반응시켰다.
총 폴리페놀 함량은 Folin-Denis 방법을 활용하여 진행하였으며 [34], 96 well plate에 시험 물질 10 ul와 Na2CO3 시약 200 ul, 50% folin 시약 10 ul를 넣고 잘 혼합한 후, 알루미늄 호일로 빛을 차단시킨 상태에서 30분 동안 상온에서 반응시켰다. 반응 후, UV spectrophotometer를 이용하여 760 nm에서 흡광도를 측정하였고, 이 때 시험 물질(FHS)의 총 폴리페놀 함량은 gallic acid를 이용하여 표준 곡선을 구해 분석에 이용하였다.
항균 활성 분석은 paper disc assay를 통해 확인하였다.
항균 활성 분석은 paper disc assay를 통해 확인하였다. BHI (Brain Heart Infusion) agar 배지에 병원성 균주 배양액을 도말하고 대마씨 발효 추출물을 지름이 6 mm인 paper disc에 100 ul 흡수시켰다.
성능/효과
이러한 결과는 L. plantarum KCTC 3108과 L. paracasei BHN-LAB129를 통한 발효는 새로운 항균 활성능을 가지는 물질로 전환이 가능한 균주이며, 이를 통해 항균 활성을 촉진시키는 것을 확인하였다.
aureus에 대한 항균 활성이 증가한다는 결과가 보고된 바 있지만, 본 연구를 통해 대마씨와 특히 발효 대마씨에서 동일한 병원성 균주에 대한 증가된 항균 활성을 새롭게 확인하였다. 이러한 결과는 L. plantarum KCTC 3108과 L. paracasei BHN-LAB129를 통한 발효는 새로운 항균 활성능을 가지는 물질로 전환이 가능한 균주이며, 이를 통해 항균 활성을 촉진시키는 것을 확인하였다.
본 연구를 통해 유산균을 이용한 대마씨의 발효 추출물은 항균 활성, 항산화 활성, α-glucosidase 억제 활성 및 tyrosinase 저해 활성을 증가시키는 것을 확인하였다.
본 연구를 통해 유산균을 이용한 대마씨의 발효 추출물은 항균 활성, 항산화 활성, α-glucosidase 억제 활성 및 tyrosinase 저해 활성을 증가시키는 것을 확인하였다. 향후, 혈당 강화와 B16F10 melanocyte에서 멜라닌 생합성 저해 분석 연구를 통해 보다 세부적인 항당뇨 및 미백 기능 활성을 확인해 볼 필요가 있으며, 본 연구에서 확인한 결과들을 바탕으로 발효 대마 씨 추출물은 기능성 식품 및 화장품 등으로 응용 및 발전 가능성이 있다고 판단된다.
이를 통해, 유산균으로 발효한 대마씨의 경우 총 폴리페놀 함량과 총 플라보노이드의 함량이 동시에 증가하지는 않는 것으로 보여지며, 대마씨에 함유된 페놀성 화합물이 항산화 활성에 영향을 미치는 것으로 생각된다.
44 mg/g에 비해 동일한 농도의 유산균 발효 대마씨 추출물의 총 플라보노이드 함량은 모든 유산균 발효 추출물에서 감소되는 것으로 나타났다(Table 3). 이를 통해, 유산균으로 발효한 대마씨의 경우 총 폴리페놀 함량과 총 플라보노이드의 함량이 동시에 증가하지는 않는 것으로 보여지며, 대마씨에 함유된 페놀성 화합물이 항산화 활성에 영향을 미치는 것으로 생각된다.
후속연구
향후, 혈당 강화와 B16F10 melanocyte에서 멜라닌 생합성 저해 분석 연구를 통해 보다 세부적인 항당뇨 및 미백 기능 활성을 확인해 볼 필요가 있으며, 본 연구에서 확인한 결과들을 바탕으로 발효 대마 씨 추출물은 기능성 식품 및 화장품 등으로 응용 및 발전 가능성이 있다고 판단된다.
본 연구를 통해 유산균을 이용한 대마씨의 발효 추출물은 항균 활성, 항산화 활성, α-glucosidase 억제 활성 및 tyrosinase 저해 활성을 증가시키는 것을 확인하였다. 향후, 혈당 강화와 B16F10 melanocyte에서 멜라닌 생합성 저해 분석 연구를 통해 보다 세부적인 항당뇨 및 미백 기능 활성을 확인해 볼 필요가 있으며, 본 연구에서 확인한 결과들을 바탕으로 발효 대마 씨 추출물은 기능성 식품 및 화장품 등으로 응용 및 발전 가능성이 있다고 판단된다. 이전 보고에 따르면 발효된 대마씨는 균류와 장내 세균의 성장을 감소시키며, biogenic amine (BAs) 농도 또한 현저히 낮다고 보고하였다[3].
다양한 실험을 통한 검증이 요구되지만, 이러한 결과로 미루어 볼 때 유산균으로 발효한 대마씨 추출물은 α-glucosidase 저해를 증가시킴으로 항당뇨 활성을 촉진하는 것으로 생각되어지며, 추가 연구를 통한 발효 대마씨 추출물에서의 항당뇨 활성을 확인해 볼 필요성이 있다고 생각된다.
plantarum KCTC 3107로 발효한 대마씨 추출물을 제외한 모든 발효 대마씨 추출물은 대조구에 비해 유의적으로 증가함을 확인하였다(Table 4). 다양한 실험을 통한 검증이 요구되지만, 이러한 결과로 미루어 볼 때 유산균으로 발효한 대마씨 추출물은 α-glucosidase 저해를 증가시킴으로 항당뇨 활성을 촉진하는 것으로 생각되어지며, 추가 연구를 통한 발효 대마씨 추출물에서의 항당뇨 활성을 확인해 볼 필요성이 있다고 생각된다.
1.
Abdel-Malek, Z., Swope, V. B., Suzuki, I., Akcali, C., Harriger, M. D., Boyce, S. T., Urabe, K. and Hearing, V. J. 1995. Mitogenic and melanogenic stimulation of normal human melanocytes by melanotropic peptides. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92, 1789-1793.
2.
Baron, A. D. 1998. Postprandial hyperglycemia and ${\alpha}$ -glucosidase inhibitors. Diabetes Res. Clin. Pract. 40, 51-55.
3.
Bartkiene, E., Schleining, G., Krungleviciute, V., Zadeike, D., Zavistanaviciute, P., Dimaite, I., Kuzmaite, I., Riskeviciene, V. and Juodeikiene, G. 2016. Development and quality evaluation of lacto-fermented product based on hulled and not hulled hempseed (Cannabis sativa L.). LWT-Food Science and Technology 72, 544-551.
4.
Blois, M. S. 1958. Antioxidant determinations by the use of a stable free radical. Nature 181, 1199-1200.
5.
Cabanes, J., Chazarra, S. and Garcia-Carmona, F. 1994. Kojic acid, a cosmetic skin whitening agent, is a slow binding inhibitor of catecholase activity of tyrosinase. J. Pharm. Pharmacol. 46, 982-985.
6.
Callaway, J. C. 2004. Hempseed as a nutritional resource: an overview. Euphytica 140, 65-72.
7.
Choi, Y. M., Gu, J. B., Kim, M. H. and Lee, J. S. 2008. Antioxidant and antiproliferative activities of methanolic extracts from thirty korean medicinal plants. Food Sci. Biotechnol. 17, 1235-1239.
8.
Cherdshewasart, W. and Sutjit, W. 2008. Correlation of antioxidant activity and major isoflavonoid contents of the phytoestrogen-rich Pueraria mirifica and Pueraria lobate tubers. Phytomedicine 15, 38-43.
9.
Hong, S. H., Kandhasamy, S., Joo, T. W., Lim, C. M., Cho, H. M., Kim, S. M., Kim, G. Y. and Jhoo, J. W. 2015. Ethanol and supercritical fluid extracts of hemp seed (Cannabis sativa L.) increase gene expression of antioxidant enzymes in HepG2 cells. Asian Pacific J. Rep. 4, 147-152.
10.
Jeon, J. M., Choi, S. K., Kim, Y. J., Jang, S. J., Cheon, J. W. and Lee, H. S. 2011. Antioxidant and antiaging effect of ginseng berry extract fermented by lactic acid bacteria. J. Soc. Cosmet. Sci. 1, 75-81.
11.
Jia, Z., Tang, M. and Wu, J. 1999. The determination of flavonoid contents in mulberry and they scavenging effects on superoxide radicals. Food Chem. 64, 555-559.
12.
Jung, S. W., Lee, N. K., Kim, S. J. and Han, D. S. 1995. Screening of tyrosinase inhibitor from plants. J. Kor. Food Sci. Technol. 27, 891-896.
13.
Kanmani, P., Satish Kumar, R., Yuvaraj, N., Paari, K. A., Pattukumar, V. and Arul, V. 2013. Probiotics and its functionally valuable products (Review). Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 53, 641-658.
14.
Kim, H. J., Jun, B. S., Kim, S. K., Cha, J. Y. and Cho, Y. S. 2000. Polyphenolic compound content and antioxidative activities by extracts from seed, sprout and flower of safflower (Carthamus tinctiorius L.). J. Kor. Soc. Food Sci. Nutr. 29, 1127-1132.
15.
Kim, K. B., Yoo, K. H., Park, H. Y. and Jeong, J. M. 2006. Anti-oxidative activities of commercial edible plant extracts distributed in Korea. J. Kor. Soc. Appl. Biol. Chem. 49, 328-333.
16.
Kim, S. J., Heo, M. Y., Bae, K. H., Kang, S. S. and Kim, H. P. 2003. Tyrosinase inhibitory activity of plant extract (III): Fifty korean indigenous plants. J. Applied Phamacol. 11, 245-248.
17.
Koh, D. H. 1990. A study on the composition of fatty acids of hempseed. J. Kor. Food and Nutr. 2, 201-206.
18.
Kriese, U., Schumann, E., Weber, W. E., Beyer, M., Bruhl, L. and Matthaus, B. 2004. Oil content, tocopherol composition and fatty acid patterns of the seeds of 51 Cannabis sativa L. Genotypes. Euphytica 137, 339-351.
19.
Kitani, K., Minami, C., Yamamoto, T., Kanai, S., Ivy, G. O. and Carrillo, M. C. 2002. Pharmacological interventions in aging and age-associated disorders: potentials of propargylamines for human use. Ann N Y Acad. Sci. 959, 295-307.
20.
Kozela, E., Juknat, A. and Vogel, Z. 2017. Modulation of astrocyte activity by cannabidiol, a nonpsychoactive cannabinoid. Int. J. Mol. Sci. 31, 18.
21.
Kwon, W. J., Lee, H. K., Park, H. J., Kwon, T. O., Choi, H. R. and Song, J. Y. 2011. Screening of biological activities to different ethanol extracts of Rubus coreanus Miq. J. Kor. Medicinal Crop Sci. 19, 325-333.
22.
Lee, K. H., Rhee, K. H., Kim, B. S., Choi, Y. H. and Kim, C. H. 2013. Sleep inducing effect of Gastrodia elata fermented with lactic acid bacteria. J. Kor. Pharmacogn. 44, 281-285.
23.
Lee, J. B., Bae, J. S., Son, I. K., Jeon, C. P., Lee, E. H., Joo, W. H. and Kwon, G. S. 2014. Antioxidant and ACE inhibiting activities of sugared-buchu (Allium ampeloprasum L. var. porum J. Gay) fermented with lactic acid bacteria. J. Life Sci. 6, 671-676.
24.
Mailleux, P., Preud'homme, X., Albala, N., Vanderwinden, J. M. and Vanderhaeghen, J. J. 1994. ${\Delta}^9$ -Tetrahydrocannabinol regulates gene expression of the growth factor pleiotrophin in the forebrain. Neurosci. Lett. 175, 25-27.
25.
Mannucci, C., Navarra, M., Calapai, F., Spagnolo, E. V., Busardo, F. P., Cas, R. D., Ippolito, F. M. and Calapai, G. 2017. Neurological aspects of medical use of cannabidiol. CNS Neurol. Disord. Drug Targets 16, 541-553.
26.
Marklund, S. and Marklund, G. 1974. Involvement of the superoxide anion radical in the oxidation of pyrogallol and a convenient assay for superoxide dismutase. Eur. J. Biochem. 47, 469-474.
27.
Masamoto, Y., Ando, H., Murata, Y., Shimoishi, Y., Tada, M. and Takahata, K. 2003. Mushroom tyrosinase inhibitory activity of esculetin isolated from seeds of Euphorbia lathyris L. Biosci. Biotechnol. Biochem. 67, 631-634.
28.
Masood, M. I., Qadir, M. I., Shirazi, J. H. and Khan, I. U. 2011. Beneficial effects of lactic acid bacteria on human beings. Crit. Rev. Microbiol. 37, 91-98.
29.
Moreno-Sanz, G. 2016. Can you pass the acid test? Critical review and novel therapeutic perspectives of ${\Delta}^9$ -Tetrahydrocannabinolic acid A. Cannabis Cannabinoid Res. 1, 124-130.
30.
Park, Y. H., Lim, S. H., Kim, H. Y., Park, M. H., Lee, K. J., Kim, K. H., Kim, Y. G. and Ahn, Y. S. 2011. Biological activities of extracts from flowers of Angelica gigas Nakai. J. Kor. Soc Food Sci. Nutr. 40, 1079-1085.
31.
Roberta, C., Sonia, T., Teresa, F., Fiore Pasquale, N., Maria Vittoria, M., Cristina, G. and Nevio, P. 2013. Hemp fiber (Cannabis sativa L.) derivatives with antibacterial and chelating properties. Cellulose 20, 547-557.
32.
Sassone-Corsi, P. 1998. Coupling gene expression to cAMP signalling: role of CREB and CREM. Int. J. Biochem. Cell Biol. 30, 27-38.
33.
Shinde, J., Taldone, T., Barletta, M., Kunaparaju, N., Hu, B., Kumar, S., Placido, J. and William, Z. S. 2008. ${\alpha}$ -Glucosidase inhibitory activity of Syaygium cumini (Linn.) Skeels seed kernel in vitro and in Goto-Kakizaki (GK) rats. Carbohydr Res. 343, 1278-1281.
34.
Singleton, V. L. and Rossi, J. A. 1965. A colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. Am. J. Enol. Viticult. 16, 144-158.
35.
Smeriglio, A., Galati, E. M., Monforte, M. T., Lanuzza, F., D'Angelo, V. and Circosta, C. 2016. Polyphenolic compounds and antioxidant activity of cold-pressed seed oil from finola cultivar of Cannabis sativa L. Phytother. Res. 30, 1298-307.
36.
Sue-Siang, T., Alaa El-Din, B. and John, B. 2014. Antioxidative polyphenols from defatted oilseed cakes: Effect of solvents. Antioxidants 3, 67-80.
37.
Tibbot, B. K. and Skadsen, R. W. 1996. Molecular cloning and characterization of a gibberellin-inducible, putative ${\alpha}$ -glucosidase gene from barley. Plant Mol. Biol. 30, 229-241.
38.
Vile, G. F. and Tyrrell, R. M. 1995. UVA radiation-induced oxidative damage to lipid and protein in vitro and in human skin fibroblast is dependent on iron and singlet oxygen. Free Radic. Biol. Med. 18, 721-730.
39.
Vilela, L. R., Lima, I. V., Kunsch, E. B., Pinto, H. P. P., de Miranda, A. S., Vieira, E. L. M., de Oliveira, A. C. P., Moraes, M. F. D., Teixeira, A. L. and Moreira, F. A. 2017. Anticonvulsant effect of cannabidiol in the pentylenetetrazole model: Pharmacological mechanisms, electroencephalographic profile, and brain cytokine levels. Epilepsy Behav. 75, 29-35.
40.
Yang, Y. S., Li, N., Deng, X. M. and Wu, C. X. 2004. MC1R--the key gene in mammalian melanin synthesis. Yi Chuan. 26, 544-550.
41.
Yi, M. R., Kang, C. H. and Bu, H. J. 2017. Anti-inflammatory and tyrosinase inhibition effects of Amaranth (Amaranthus spp L.) seed extract. Kor. J. Plant Res. 30, 144-151.
42.
Yuk, H. J., Noh, G. M., Choe, J. S., Kwon, O. K., Hong, S. Y., Kang, S. S., Cho, K. M. and Park, D. S. 2015. ${\alpha}$ -Glucosidase inhibitory effect of vicine and ${\alpha}$ -eleostearic acid from the seeds of Momordica charantia. Kor. J. Environ. Agric. 34, 57-63.