본 연구에서는 농업용 미생물제 수요의 증가에 따른 보다 안정한 미생물제 공급과 규격화된 품질 보증 및 미생물제 생산성 확대를 위하여 식품 산업에서 활용되고 있는 미생물제의 미세캡슐화 기술을 응용하여, 농업용 미생물제 캡슐화 소재선발 및 캡슐화 최적조건을 조사하고 생산된 미생물 캡슐제의 생균력과 안정성에 관하여 검토하였다. 본 실험의 캡슐화 장치는 extrusion 기법에서 주로 사용되고 있는 air atomizing device 대신 저속의 연동펌프를 이용한 micro-nozzle 방식을 설계하여 수행하였다. 농용 미생물의 캡슐화 소재선발을 위해 bead 형성이 용이하며 생균력을 안정적으로 유지할 수 있고 저렴한 비용으로 구입이 가능한 캡슐제를 조사한 결과 Na-alginate와 K-carragenan은 bead 형성이 우수하게 나타났으며 캡슐내 생균수는 $5.3-7.4{\times}10^7cfu\;g^{-1}$로 gellan gum과 locust bean gum 등에 비하여 6배 이상 높은 생균수를 나타냈다. Na-alginate의 경우 캡슐이 매우 단단하고 매끄러웠으며, K-carragenan보다 7배 이상 저렴한 것으로 조사되었다. 이상 농업용 미생물제의 캡슐화 소재로서 Na-alginate를 사용하는 것이 가장 효율적이고 경제적이라 판단되었다. 농업용 미생물제의 캡슐화를 위한 최적의 캡슐화 소재로 1.5% 농도의 Na-alginate에 1.0% starch와 같은 안정제를 혼합하여 사용할 경우 생균력을 유지하는 데 보다 안정적이었다. 최적조건에서 형성된 캡슐의 형태를 관찰한 결과 캡슐의 표면구조는 매끈하고 규칙 바른 구형을 나타내었으며, 내부 구조는 비교적 균일한 polymatrix를 형성하였 으며 부분적으로 큰 공극을 형성하였다. 미세 캡슐 내 미생물 생존력을 유지하기 위한 캡슐막의 효과를 나타낼 수 있는 안정제로 저렴한 가격으로 구입이 용이한 starch와 zeolite를 이용하여 생균력 증진효과를 검토하였다. 세균을 이용한 미생물 캡슐체의 경우 starch와 zeolite 모두 약 70-80% 생균력을 나타내었으며, 효모의 경우 starch를 안정제로 이용한 경우 67%의 생균력을 나타내었으나 zeolite를 안정제로 첨가한 경우 80% 이상의 높은 생균력 증진을 나타내었다. 이상의 결과로부터 미생물을 캡슐화 할 경우 무기재료인 zeolite를 첨가할 경우 장기간 생균력 안정성이 유지되는 것으로 나타났다.
본 연구에서는 농업용 미생물제 수요의 증가에 따른 보다 안정한 미생물제 공급과 규격화된 품질 보증 및 미생물제 생산성 확대를 위하여 식품 산업에서 활용되고 있는 미생물제의 미세캡슐화 기술을 응용하여, 농업용 미생물제 캡슐화 소재선발 및 캡슐화 최적조건을 조사하고 생산된 미생물 캡슐제의 생균력과 안정성에 관하여 검토하였다. 본 실험의 캡슐화 장치는 extrusion 기법에서 주로 사용되고 있는 air atomizing device 대신 저속의 연동펌프를 이용한 micro-nozzle 방식을 설계하여 수행하였다. 농용 미생물의 캡슐화 소재선발을 위해 bead 형성이 용이하며 생균력을 안정적으로 유지할 수 있고 저렴한 비용으로 구입이 가능한 캡슐제를 조사한 결과 Na-alginate와 K-carragenan은 bead 형성이 우수하게 나타났으며 캡슐내 생균수는 $5.3-7.4{\times}10^7cfu\;g^{-1}$로 gellan gum과 locust bean gum 등에 비하여 6배 이상 높은 생균수를 나타냈다. Na-alginate의 경우 캡슐이 매우 단단하고 매끄러웠으며, K-carragenan보다 7배 이상 저렴한 것으로 조사되었다. 이상 농업용 미생물제의 캡슐화 소재로서 Na-alginate를 사용하는 것이 가장 효율적이고 경제적이라 판단되었다. 농업용 미생물제의 캡슐화를 위한 최적의 캡슐화 소재로 1.5% 농도의 Na-alginate에 1.0% starch와 같은 안정제를 혼합하여 사용할 경우 생균력을 유지하는 데 보다 안정적이었다. 최적조건에서 형성된 캡슐의 형태를 관찰한 결과 캡슐의 표면구조는 매끈하고 규칙 바른 구형을 나타내었으며, 내부 구조는 비교적 균일한 polymatrix를 형성하였 으며 부분적으로 큰 공극을 형성하였다. 미세 캡슐 내 미생물 생존력을 유지하기 위한 캡슐막의 효과를 나타낼 수 있는 안정제로 저렴한 가격으로 구입이 용이한 starch와 zeolite를 이용하여 생균력 증진효과를 검토하였다. 세균을 이용한 미생물 캡슐체의 경우 starch와 zeolite 모두 약 70-80% 생균력을 나타내었으며, 효모의 경우 starch를 안정제로 이용한 경우 67%의 생균력을 나타내었으나 zeolite를 안정제로 첨가한 경우 80% 이상의 높은 생균력 증진을 나타내었다. 이상의 결과로부터 미생물을 캡슐화 할 경우 무기재료인 zeolite를 첨가할 경우 장기간 생균력 안정성이 유지되는 것으로 나타났다.
In this work, to develop soil inoculant which maintains stable viable cells and normalized quality, studies on micro-encapsulation with bacteria and yeast cells were performed by investigating materials and methods for micro-encapsulation as well as variation and stability of encapsulated cells. Pre...
In this work, to develop soil inoculant which maintains stable viable cells and normalized quality, studies on micro-encapsulation with bacteria and yeast cells were performed by investigating materials and methods for micro-encapsulation as well as variation and stability of encapsulated cells. Preparation of capsule was conducted by application of extrusion system using micro-nozzle and peristaltic pump. K-carragenan and Na-alginate were selected as best carrier for gelation among K-carageenan, Na-alginate, locust bean gum, cellulose acetate phthalate (CAP), chitosan and gelatin tested. Comparing the gels prepared with Bacillus sp. KSIA-9 and carriers of 1.5% concentration, although viable cell of K-carragenan and Na-alginate was six times higher than those of other, Na-alginate was finally selected as carrier for gelation because it is seven times cheaper than K-carragenan. The gel of 1.5% Na-alginate was also observed to have the best morphology with circular hardness polymatrix and highest viable cell. When investigating the stability of encapsulated cells and the stabilizer effect, free cells were almost dead within 30 or 40 days whereas encapsulated cells decreased in 10% after 30 days and 15-30% even after 120 days. As stabilizer for maintaining viable cell, both 1% starch and zeolite appeared to possess the level of 70-80% cell for bacteria and yeast until after 120 days.
In this work, to develop soil inoculant which maintains stable viable cells and normalized quality, studies on micro-encapsulation with bacteria and yeast cells were performed by investigating materials and methods for micro-encapsulation as well as variation and stability of encapsulated cells. Preparation of capsule was conducted by application of extrusion system using micro-nozzle and peristaltic pump. K-carragenan and Na-alginate were selected as best carrier for gelation among K-carageenan, Na-alginate, locust bean gum, cellulose acetate phthalate (CAP), chitosan and gelatin tested. Comparing the gels prepared with Bacillus sp. KSIA-9 and carriers of 1.5% concentration, although viable cell of K-carragenan and Na-alginate was six times higher than those of other, Na-alginate was finally selected as carrier for gelation because it is seven times cheaper than K-carragenan. The gel of 1.5% Na-alginate was also observed to have the best morphology with circular hardness polymatrix and highest viable cell. When investigating the stability of encapsulated cells and the stabilizer effect, free cells were almost dead within 30 or 40 days whereas encapsulated cells decreased in 10% after 30 days and 15-30% even after 120 days. As stabilizer for maintaining viable cell, both 1% starch and zeolite appeared to possess the level of 70-80% cell for bacteria and yeast until after 120 days.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
본 실험에서는 식품미생물 캡슐제에 주로 사용되고 있는 K-carageenan. locust bean gum, cellulose acetate phthalate (CAP), chitosan, 그리고 gelatin을 대상으로 상기의 조건을 만 족 할 수 있는 캡슐화 소재선발을 위한 조사를 수행하였다. 조사 결과 이들 캡슐화 소재 중 K- carragenan 과 Na-alginate 순으로 bead 형성이 우수 하게 나타났으며, gellan gum과 locust bean gum 그리고 arabian gum의 경우 2.
본 연구에서는 농업용 미생물제 수요의 증가에 따른 보다 안정한 미생물제 공급과 규격화된 품질 보증 및 미생물제 생산성 확대를 위하여 식품 산업에서 실 용화되고 있는 미생물제의 미세캡슐화 기술을 응용하 여, 농업용 미생물제 캡슐화 소재 선발 및 캡슐화 최 적조건을 조사하고 생산된 미생물 캡슐제의 생균력과 안정성에 관하여 검토하였다
제안 방법
16S rDNA 염기서열 분석 정제한 16S rDNA를 주형 으로ABI PRISM BigDye Terminator Cycle Sequencing Ready Reaction Kit (Applied Biosystems)를 사용하여 염기서열을 결정하였다. Sequencing PCRe BigDye 5 juL, 3.2 M 27F(5-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG - 3') primer 1 *L, 16S rDNA sample 1 /L (90 ng) 에 총 량이 20 "L가 되도록 멸균된 3차 증류수를 sequencing PCR tube에 넣고 잘 혼합한 후 다음 조건에 따라 cycle sequencing 반응을 실시하였다. 96℃ 에서 30초, 43℃ 에서 30초 그리고 60℃ 4분으로 25회 반복하였다.
16S rDNA 염기서열 분석 정제한 16S rDNA를 주형 으로ABI PRISM BigDye Terminator Cycle Sequencing Ready Reaction Kit (Applied Biosystems)를 사용하여 염기서열을 결정하였다. Sequencing PCRe BigDye 5 juL, 3.
16S rDNA의 PCR증폭 16S rDNA를 증폭하기 위해서 E. coli 16S rDNA 부분의 conserved sequence를 기 초로 하여 27F(5'-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3') primer 와 1492R(5'-GGTTACCTTGTTACGACTT-3, ) primer를 이용하였다 (Jonson, 1994; Lane, 1991).
96℃ 에서 30초, 43℃ 에서 30초 그리고 60℃ 4분으로 25회 반복하였다. ABI PRISM 310 Genetic Analyser (Applied Biosystems)를 사용하여 결정된 16S rDNA (500-580 bp) 염 기서열의 homology는 DDBJ/NCBI/GenBank database의 BLAST program을 이용하여 동정하였다.
DNA추출 및 정제 Chromosomal DNA의 분리는 Benzyl chloride 방법을 변형하여 수행하였다 (Zhu et al., 1993).
캡슐의 내부미세구조 관찰을 위하여 피크로산으로 캡슐을 고정시키고 시료를 동결하였다. 동결된 시료를 sliding microtome으로 2 m 크기로 절단하여 광학현미경 (Leica IV/97, 400) 하에서 bead의 내부구조를 관찰하였다 (Hassan and Frank. 1995).
, 2003)에서 주로 사용되고 있는 air atomizing device 대신 저속의 연동펌프를 이용한 micro-nozzle 방식을 설계하여 수행하였다. 또한 경화용액에서 bead를 형 성 한 후 경화용액과 bead를 분리할 수 있는 스크린 망을 부착한 캡슐화 장치를 고안하여 본 실험에서 사 용하였다 (Fig. 1).
이 평가되고 있다. 본 실험에서는 상기의 실험에서 안정제로 사용하였던 starch와 무기재료인 zeolite를 안정제로 사용하여 미생물을 고정화시킨 캡슐제를 실온에서 100일 이상 장기간 보관하면서 생균력을 비교 조사하였다.
, 2000). 본 실험에서는 흡착성분이 강한 carboxymethyl cellulose (CMC)와 저렴한 가격으로 구입이 용이한 starch를 안정제로 이용하여 생균력 증진효과를 검토하였다 (Jankowski et al., 1997). 그 결과 1.
, 2004; Lee and Heo, 2000). 생균력이 가장 우수하게 나타난 상기의 최적 캡슐화 조건에서 생산된 캡슐제의 보존기간에 따른 생균수를 비교하였다. 캡슐화 하 지 않은 free cell의 경우 생균수는 30일에서 45일 내에 모든 균주가 급속히 사멸하는 것으로 나타났다.
캡슐제 형태 관찰 공시균주 배양액에 다양한 농도의 alginate를 첨가하여 형성된 bead를 약 24시간 자연 건조하여 캡슐을 고정한 후 표면구조를 위상차 현미경 (Leica IV/97)을 사용하여 관찰하였다. 캡슐의 내부미세구조 관찰을 위하여 피크로산으로 캡슐을 고정시키고 시료를 동결하였다. 동결된 시료를 sliding microtome으로 2 m 크기로 절단하여 광학현미경 (Leica IV/97, 400) 하에서 bead의 내부구조를 관찰하였다 (Hassan and Frank.
캡슐제 형태 관찰 공시균주 배양액에 다양한 농도의 alginate를 첨가하여 형성된 bead를 약 24시간 자연 건조하여 캡슐을 고정한 후 표면구조를 위상차 현미경 (Leica IV/97)을 사용하여 관찰하였다. 캡슐의 내부미세구조 관찰을 위하여 피크로산으로 캡슐을 고정시키고 시료를 동결하였다.
대상 데이터
0) 배지를 사용하였다. Lactobacillus의 경우 유산균 선택배지로 이용되고 있는 MRS broth (MRS, Difco)를 사용하였으며, 효모배양을 위해 PDA (Potato Dextrose Agar, Difco) 배지를 사용하였다.
캡슐화 소재 선발 부가가치가 비교적 낮은 농업 용 미생물제의 캡슐화 소재 선발에 가장 중요한 요소는 bead 형성이 용이하며 생균력을 안정적으로 유지 할 수 있고 저렴한 비용으로 구입이 가능한 캡슐화 소재를 선택하는 것이다. 본 실험에서는 식품미생물 캡슐제에 주로 사용되고 있는 K-carageenan. locust bean gum, cellulose acetate phthalate (CAP), chitosan, 그리고 gelatin을 대상으로 상기의 조건을 만 족 할 수 있는 캡슐화 소재선발을 위한 조사를 수행하였다.
캡슐제에 사용된 균주 미생물제 (토양개량제) 개 발을 위하여 토양 및 자연발효 과정중의 부숙 퇴비로 부터 유기물 분해능이 우수한 균주를 선발하여 미세 캡슐화 균주로 사용하였다. 단백질 분해효소 (protase), 전분 분해효소 (amylase) 및 섬유소 분해 효소 (cellulase) 를 생산하는 우수미생물 선발은 상법 에 따라 수행하였다.
이론/모형
Phylogenetic relationships of strains based on similarities of 16S rDNA. The phylogenetic tree was constructed using the neighbor-joining method. Bootstrap values are shown at nodes.
캡슐제에 사용된 균주 미생물제 (토양개량제) 개 발을 위하여 토양 및 자연발효 과정중의 부숙 퇴비로 부터 유기물 분해능이 우수한 균주를 선발하여 미세 캡슐화 균주로 사용하였다. 단백질 분해효소 (protase), 전분 분해효소 (amylase) 및 섬유소 분해 효소 (cellulase) 를 생산하는 우수미생물 선발은 상법 에 따라 수행하였다.
캡슐화 장치 설계 본 실험에 사용되는 모든 유리 제품 및 도구는 121℃에서 15분 동안 멸균하였다. 캡 슐화 장치는 extrusion 기법 (Krasaekoopt et al., 2003)에서 주로 사용되고 있는 air atomizing device 대신 저속의 연동펌프를 이용한 micro-nozzle 방식을 설계하여 수행하였다. 또한 경화용액에서 bead를 형 성 한 후 경화용액과 bead를 분리할 수 있는 스크린 망을 부착한 캡슐화 장치를 고안하여 본 실험에서 사 용하였다 (Fig.
캡슐제 내 생균수 측정 미세캡슐제 내 생균수 측정은 을 Sultana et al. (2000) 방법에 따라 phosphate buffer (pH 7.0)에 캡슐제를 30분 동안 침지하고 상기의 평판배지에 도말하여 28℃ 에서 1주일간 배양한 후 형성된 집락수를 측정하였다. 생균수는 상용대수치 log(cfu g-') 로 나타내었다.
성능/효과
Bacillus와 유산균의 경우 starch와 zeolite를 안정제로 사용하여 캡슐화한 경우 모두 약 70-80% 생균력 을 나타내었으며, 특히 Bacillus의 경우 zeolite를 첨가한 캡슐에서 약 4% 정도 생균력이 증진되는 효과를 나타내었다. 한편 효모의 경우 starch를 안정제로 이용한 경우 67%의 생균력을 나타내었으나 zeolite를 안정제로 첨가한 경우 80% 이상의 높은 생균력 증진을 나타내었다 (Fig.
KS1A-9와 Bacillus sp. CK-27 균주를 이용한 세균 미생물제의 경우 30일이 경과한 후 약 10% 정도 생균수가 감소하였고, 120일 후에도 약 15% 정도로 생균수가 미미하게 감소하여 매우 안정적인 생균력을 나타내었다. 유산균 (Lactobacillus sp.
본 실험에서 Bacillus sp. KS1A-9 균주를 공시균주로 이용하여 상기의 캡슐제를 첨가농도를 각각 달리 하여 캡슐제 내 생균수를 비교한 결과 1.5% 농도의 K-carragenan을 첨가하여 형성된 bead 1 g 당 생균수는 7.4 X l(f cfu, Na-alginate의 경우 5.3 X107 cfu로 gellan gum과 locust bean gum 그리고 arabian gum에 비하여 6배 이상 높은 생균수를 나타냈다. 캡슐의 경 도와 형태를 관찰한 결과 Na-alginate가 가장 단단하고 매끄러웠다.
우수미생물의 분리 및 동정 경작지 토양과 부숙 퇴비로부터 분리된 40 균주 중 단백질 분해능이 우수한 KS1A-9 균주, 전분과 섬유소 분해능이 우수한 CK-27. SH느 및 GA-1 균주의 16S rDNA 염기서열 을 결정하여 계통 분류학적 위치를 검토한 결과 KS1A-9 균주는 Bacillus rzhgerzsis와 98% 상동성을 나타내어 Bacillus turingensis로 동정되었고, CK-27 균주는 Bacillus subtilis와 97% 상동성을 나타내어 Bacillus sbtilis로 동정되었다. SH-1 균주는 Lactobacillus plantarum과 97% 상동성을 나타내어 Lactobacillus plantarum으로 동정되었다.
0% CMC를 혼합하여 형성된 bead의 형태를 관찰한 결과. starch 1.0%를 넣은 시료가 2.0% CMC를 첨가한 bead에 비하여 보다 매끈하고 규칙 바른 구형을 유지하고 있음을 알 수 있었다 (Fig. 3).
, 1997). 그 결과 1.0% 농도의 starch 를 1.5% alginate와 혼합하여 캡슐제로 사용한 결과 세균류와 방선균의 경우 2-18배 높은 생균수를 나타내었다. 식품용 미생물 캡슐제의 가소제 및 코팅제로 사용되고 있는 2.
생균력 증진을 위한 캡슐화의 최적조건 상기의 연구결과에서 최적 캡슐화소재로 선발된 Na-alginate 의 농도를 1.0%와 1.5%씩 각각 첨가하여 캡슐의 경도와 생균수를 비교한 결과 1.0% 농도보다 1.5% 농도의 alginate를 첨가한 경우보다 견고한 형태가 유지되었다. 한편 생균수는 세균의 경우 1.
5% alginate와 혼합하여 캡슐제로 사용한 결과 세균류와 방선균의 경우 2-18배 높은 생균수를 나타내었다. 식품용 미생물 캡슐제의 가소제 및 코팅제로 사용되고 있는 2.0% CMC를 1.5% alginate에 첨가하여 캡슐화한 후 생균수를 측정한 결과, 일부 세균에서는 4-5배 높게 나타났으나 대부분의 미생물제에서 생균력 증진효과가 미미하게 나타나 고가의 CMC 안정제의 효율성은 높게 평가되지 않았다 (Table 2). 이상의 결과로부터 농업용 미생물제의 캡슐화를 위한 최적의 캡슐화 소재로 1.
CK-27 균주를 이용한 세균 미생물제의 경우 30일이 경과한 후 약 10% 정도 생균수가 감소하였고, 120일 후에도 약 15% 정도로 생균수가 미미하게 감소하여 매우 안정적인 생균력을 나타내었다. 유산균 (Lactobacillus sp. SH-1)을 이용한 미생물제의 경우 15일이 경과한 후 10% 정도 생균수가 감소하였고, 120일 후에는 30% 정도 감소하였다. 효모 (Geotrichum sp.
이상 농업용 미생물제의 캡슐화 소재로서 alginate를 사용하는 것이 가장 효율적이고 경제적이라 판단되었다. 향후, 농업용 미생물제 캡슐화의 실용화를 위해 천연소재인 다시마로부터 alginate를 간편하게 대량 추출할 수 있는 공정 마련에 관한 연구가 필요하다고 생각한다.
5% alginate에 첨가하여 캡슐화한 후 생균수를 측정한 결과, 일부 세균에서는 4-5배 높게 나타났으나 대부분의 미생물제에서 생균력 증진효과가 미미하게 나타나 고가의 CMC 안정제의 효율성은 높게 평가되지 않았다 (Table 2). 이상의 결과로부터 농업용 미생물제의 캡슐화를 위한 최적의 캡슐화 소재로 1.5% 농도의 Na-alginate에 1.0% starch와 같은 안정제를 혼합하여 사용할 경우 생균력을 유지하는데 보다 안정적이라고 판단되었다.
6). 이상의 결과로부터 미생물을 캡슐화할 경우 무기재료인 zeolite를 첨가한 캡슐제가 starch를 첨가한 캡슐제에 비하여 장기간 생균력 안정성을 유지할 수 있는 것으로 나타났다. 특히 효모 미생물제의 경우 starch를 첨가하였을 때 보다 zeolite를 첨가한 캡슐제가 10% 이상 생균력이 증가되는 것으로 나타났다.
GA-1)를 이용한 미생물제의 경우 30일까지 95%의 생존율을 유지하였으나 120일 지난 후 급격히 감소하여 약 40% 정도로 생균수가 크게 감소하는 것으로 나타났다. 이상의 결과로부터 세균을 이용한 미생물 캡슐제의 경우 장기간 생균력 안정성을 유지할 수 있음을 알 수 있다. 그러나 효모를 이용한 캡슐제의 경우 세균에 비하여 생균력 안정성이 불안정하게 나타나 생균력을 증진시킬 수 있는 안정제 개발에 관한 연구가 절실히 요구되었다 (Fig.
locust bean gum, cellulose acetate phthalate (CAP), chitosan, 그리고 gelatin을 대상으로 상기의 조건을 만 족 할 수 있는 캡슐화 소재선발을 위한 조사를 수행하였다. 조사 결과 이들 캡슐화 소재 중 K- carragenan 과 Na-alginate 순으로 bead 형성이 우수 하게 나타났으며, gellan gum과 locust bean gum 그리고 arabian gum의 경우 2.0%이상의 농도를 첨가한 경우 bead가 형성되었다.
캡슐의 형태학적 특성 Na-alginate의 농도를 1.0%와 1.5%로 달리하여 bead의 표면 구조 형태를 비교 관찰한 결과 대부분의 bead는 규칙적인 형태를 나타내었고, 특히 Na-alginate 1.5% 농도의 bead 의 경우 견고하고 매끈한 특징을 나타내었다. 1.
이상의 결과로부터 미생물을 캡슐화할 경우 무기재료인 zeolite를 첨가한 캡슐제가 starch를 첨가한 캡슐제에 비하여 장기간 생균력 안정성을 유지할 수 있는 것으로 나타났다. 특히 효모 미생물제의 경우 starch를 첨가하였을 때 보다 zeolite를 첨가한 캡슐제가 10% 이상 생균력이 증가되는 것으로 나타났다.
5% 농도의 alginate를 첨가한 경우보다 견고한 형태가 유지되었다. 한편 생균수는 세균의 경우 1.0% 농도의 alginate를 첨가한 bead에서 다소 높게 나타났으며, 방 선균류와 효모는 1.5% alginate에서 높게 나타났다.
SH-1)을 이용한 미생물제의 경우 15일이 경과한 후 10% 정도 생균수가 감소하였고, 120일 후에는 30% 정도 감소하였다. 효모 (Geotrichum sp. GA-1)를 이용한 미생물제의 경우 30일까지 95%의 생존율을 유지하였으나 120일 지난 후 급격히 감소하여 약 40% 정도로 생균수가 크게 감소하는 것으로 나타났다. 이상의 결과로부터 세균을 이용한 미생물 캡슐제의 경우 장기간 생균력 안정성을 유지할 수 있음을 알 수 있다.
후속연구
농업용 미생물제의 경우 미생물제 고정화 기술 은 확립되어 있지 않고, 미생물을 배양시켜 단지 지오 라이트 등 충진제에 흡착시키는 기술이 전부로 안정 성이 떨어져 생균수 감소가 큰 문제점이 되어 왔다. 식품 미생물제에 비해 부가가치가 낮은 농업용 미생 물제를 대상으로 생존률을 높일 수 있는 저렴한 캡슐 화 소재와 공정기술이 개발된다면 농용 미생물 제품의 유통 . 보관기 간 중 생균수의 저 하를 방지 하고 제품의 품질을 보장할 수 있으므로 농가의 경제적 부담 을 줄이고 생산성이 증대되는 효과를 얻을 수 있다(Champagne et al.
이상 농업용 미생물제의 캡슐화 소재로서 alginate를 사용하는 것이 가장 효율적이고 경제적이라 판단되었다. 향후, 농업용 미생물제 캡슐화의 실용화를 위해 천연소재인 다시마로부터 alginate를 간편하게 대량 추출할 수 있는 공정 마련에 관한 연구가 필요하다고 생각한다.
참고문헌 (18)
Champagne, C. P., C. Gaudy, D. Poncelet, and R. J. Neufeld. 1992. Lactococcus lactis release from calcium alginate beads. Appl. Environ. Microbiol. 58:1429-1434
Champagne, C. P., F. Girard, and N. Rodrigue. 1993. Production of concentrated suspensions of thermophilic lactic acid bacteria I calcium-alginate beads.Int. Dairy J. 3:257-275
Chang, H. N. 1996. In-situ immobilization of whole cell enzymes in microcapsules. World Congress of Chemical Engineering Advances in Fermentation and Cell Culture Engineering, July 14-18
Dave, R. I., and N. P. Shah. 1997. viability of yoghurt and probiotic bacteria in yoghurts made from commercial starter cultures. Int. Dairy J. 7:31-41
Gadagi, R., M. S. Park, H. S. Lee, S. Seshadri, J. B. Chung, and T. M. Sa. 2003. Beneficial roles of Arospirillum as potential bioinoculant for eco-friendly agriculture. Korean J. Soil Sci. Fert. 36:290-303
Hassan, A. N., and T. F. Frank. 1995. Observation of encapsulated lactic acid bacteria using confocal laser microscopy. J. Dairy Sci. 78:2624-2628
Johnson, J. L. 1994. Similarity analysis of rRNAs. p. 683-700 In P. Gerhard, R. G. E. Murray, W. A. Wood, and N. R. Krirg (ed.) Methods for general and molecular bacteriology. American Society for Microbiology, Washington DC, USA
Kim, K., K. I. Jang, C. H. Kim, and K. Y. Kim. 2002. Optimization of culture conditions and encapsulation of Lactobacillus fermentum YL-3 for probiotics. Korean J. Food Sci. Technol. 34:255-262
Koo, S. M., Y. H. Cho, C. S. Huh, Y. I. Baek, and J. Y. Park. 2001. Improvement of the stability of Lactobacillus casei YIT 9018 by microencapsulation using alginate chitosan. J. Microbiol. Biotechnol. 11:376-383
Krasaekoopt, W., B. Bhandari, and H. Deeth. 2004. The influence of coating materials on some properties of alginate beads and survivability of microencapsulated probiotic bacteria. Int. Dairy J. 14:737-743
Lane, D. J. 1991. 16S/23S rRNA sequencing. p. 115-175. In E. Strackebrandt and M Goodfellow (ed.) Nucleic acids techniques in bacterial systematics, John Wiley and Sons, Chichester, West Sussex, UK
Lee, K. Y., and T. R. Heo. 2000. Survival of Bifidobacterium longum immobilized in calcium alginate beads in simulated gastric juices and bile salt solution. Appl. Environ. Microbiol. 66:869873
Sheu, T. Y., and R. T. Marshall. 1993. Micro-encapsulation of Lactobacillus in calcium alginate gels. J. Food Sci. 54:557-561
Sultana, K., G. Godward, N. Reynolds, R. Arurnugaswarny, P. Peiris, and K. Kailasapathy. 2000. Encapsulation of probiotic bacteria with alginate-starch and evaluation of survival in simulated gastrointestinal conditions and in yoghurt. Int. J. Food Mcrobiol. 62:47-55
Yun, S. Y., and J. D. Shin. 2001. Effect of TLB microbial fertilizer application on soil chemical properties microbial flora and growth of chniese cabbage (Brassica Compestris subsp. napus var. pekinensis MAKINO). Korean J. Soil Sci. Fert. 43:8-16
Zhu, H., Q. Feng, and L. H. Zhu. 1993. Isolation of genomic DNAs from plants, fungi and bacteria using benzyl chloride. Nucleic Acids Res. 21:5279-5280
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.