Purpose: Collagen membranes are used extensively as bioabsorbable barriers in guided bone regeneration. However, collagen has different effects on tissue restoration depending on the type, structure, degree of cross-linking and chemical treatment. The purpose of this study was to evaluate the inflam...
Purpose: Collagen membranes are used extensively as bioabsorbable barriers in guided bone regeneration. However, collagen has different effects on tissue restoration depending on the type, structure, degree of cross-linking and chemical treatment. The purpose of this study was to evaluate the inflammatory reaction, bone formation, and degradation of dehydrothermal treated porcine type I atelocollagen (CollaGuide$^{(R)}$) compared to of the non-crosslinked porcine type I, III collagen (BioGide$^{(R)}$) and the glutaldehyde cross-linked bovine type I collagen (BioMend$^{(R)}$) in surgically created bone defects in rat mandible. Methods: Bone defect model was based upon 3 mm sized full-thickness transcortical bone defects in the mandibular ramus of Sprague-Dawley rats. The defects were covered bucolingually with CollaGuide$^{(R)}$, BioMend$^{(R)}$, or BioGide$^{(R)}$ (n=12). For control, the defects were not covered by any membrane. Lymphocyte, multinucleated giant cell infiltration, bone formation over the defect area and membrane absorption were evaluated at 4 weeks postimplantation. For comparison of the membrane effect over the bone augmentation, rats received a bone graft plus different covering of membrane. A $3{\times}4$ mm sized block graft was harvested from the mandibular angle and was laid and stabilized with a microscrew on the naturally existing curvature of mandibular inferior border. After 10 weeks postimplantation, same histologic analysis were done. Results: In the defect model at 4 weeks post-implantation, the amount of new bone formed in defects was similar for all types of membrane. Bio-Gide$^{(R)}$ membranes induced significantly greater inflammatory response and membrane resorption than other two membranes; characterized by lymphocytes and multinucleated giant cells. At 10 weeks postoperatively, all membranes were completely resorbed. Conclusion: Dehydrotheramal treated cross-linked collagen was safe and effective in guiding bone regeneration in alveolar ridge defects and bone augmentation in rats, similar to BioGide$^{(R)}$ and BioMend$^{(R)}$, thus, could be clinically useful.
Purpose: Collagen membranes are used extensively as bioabsorbable barriers in guided bone regeneration. However, collagen has different effects on tissue restoration depending on the type, structure, degree of cross-linking and chemical treatment. The purpose of this study was to evaluate the inflammatory reaction, bone formation, and degradation of dehydrothermal treated porcine type I atelocollagen (CollaGuide$^{(R)}$) compared to of the non-crosslinked porcine type I, III collagen (BioGide$^{(R)}$) and the glutaldehyde cross-linked bovine type I collagen (BioMend$^{(R)}$) in surgically created bone defects in rat mandible. Methods: Bone defect model was based upon 3 mm sized full-thickness transcortical bone defects in the mandibular ramus of Sprague-Dawley rats. The defects were covered bucolingually with CollaGuide$^{(R)}$, BioMend$^{(R)}$, or BioGide$^{(R)}$ (n=12). For control, the defects were not covered by any membrane. Lymphocyte, multinucleated giant cell infiltration, bone formation over the defect area and membrane absorption were evaluated at 4 weeks postimplantation. For comparison of the membrane effect over the bone augmentation, rats received a bone graft plus different covering of membrane. A $3{\times}4$ mm sized block graft was harvested from the mandibular angle and was laid and stabilized with a microscrew on the naturally existing curvature of mandibular inferior border. After 10 weeks postimplantation, same histologic analysis were done. Results: In the defect model at 4 weeks post-implantation, the amount of new bone formed in defects was similar for all types of membrane. Bio-Gide$^{(R)}$ membranes induced significantly greater inflammatory response and membrane resorption than other two membranes; characterized by lymphocytes and multinucleated giant cells. At 10 weeks postoperatively, all membranes were completely resorbed. Conclusion: Dehydrotheramal treated cross-linked collagen was safe and effective in guiding bone regeneration in alveolar ridge defects and bone augmentation in rats, similar to BioGide$^{(R)}$ and BioMend$^{(R)}$, thus, could be clinically useful.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
제안 방법
차단막 이식 후판막을 원래 위치에 고정시킨 후, 층별 봉합하였다. 4주 후에 동물을 희생하여 하악골을 적출한 후 수술부위의 조직절편을 채취하였다. 채취한 조직절편은 10% neutral formalin으로 고정하고, 5% 질산용액에 탈회를 거쳐 파라핀에 포매한 다음, 최종적으로 하악골에 수직(vertical section) 방향으로 4∼6 um 두께로 잘라서, hematoxilin and eosin (H&E) stain과 Masson's trichrome(MT) stain을 하였다.
, North Reading, Massachusetts, USA)를 이용하여 계산하였다. Lamella bone과 non-lamella bone과의 구분은 통상적인 조직학적 기준을 이용하였으며, 신생골 형성은 신생골 면적을 막으로 둘러싸여 있는 곳에서 신생골이 차지하고 있는 부분과 그 주변의 골결손 부위의 넓이의 합으로 나눈 후 백분율로 표시하였다. 차단막의 흡수 정도는 반정량화방법을 이용해 점수화 하였다(0: 차단막 흡수 없음, 1: 표층에만 혈관형성, 2: 차단막의 1/2 두께까지 혈관형성, 3: 차단막 전체 두께에 혈관형성, 4: 차단막의 완전한 분해).
MT stain 절편에서는 결손부위에서 신생골로 채워진 면적을 이미지분석소프트웨어(Optimas ver. 6.5, Image Processing Solutions, Inc., North Reading, Massachusetts, USA)를 이용하여 계산하였다. Lamella bone과 non-lamella bone과의 구분은 통상적인 조직학적 기준을 이용하였으며, 신생골 형성은 신생골 면적을 막으로 둘러싸여 있는 곳에서 신생골이 차지하고 있는 부분과 그 주변의 골결손 부위의 넓이의 합으로 나눈 후 백분율로 표시하였다.
실험동물은 24마리의 6주령 Sprague-Dawley 백서를 이용하였으며 실험 및 사육은 서울대학교 치의학대학원 실험동물위원회의 지침 및 동물실험 관련 법규를 준수하였다. Sodium pentobarbital 복강 내 주사(50 mg/kg)를 통한 전신마취 후, 부가적으로 출혈감소와 국소 마취를 위해 1：100,000 epinephrine을 함유한 2% lidocaine HCl을 수술 부위에 피하주사하였다. 백서의 하악골 부위를 제모하고 베타딘으로 소독한 후 무균적 조건하에서 하악골 하연부위를 #15 수술도를 이용하여 절개하고 협 설측 모두 전층 판막을 거상하여, 하악골 하악지 협측 면의 하악각을 노출시켰다.
12마리는 우측에 Bio-MendⓇ, 좌측에 실험막을 이식하였으며, 나머지 12마리는 우측에 Bio-GideⓇ를 좌측에는 차단막을 덮지 않았다. 백서는 10주 후에 희생하여 동일한 방법으로 절편 형성 후, 염증정도, 차단막 흡수 정도, 골흡수 여부를 확인하였다.
Sodium pentobarbital 복강 내 주사(50 mg/kg)를 통한 전신마취 후, 부가적으로 출혈감소와 국소 마취를 위해 1：100,000 epinephrine을 함유한 2% lidocaine HCl을 수술 부위에 피하주사하였다. 백서의 하악골 부위를 제모하고 베타딘으로 소독한 후 무균적 조건하에서 하악골 하연부위를 #15 수술도를 이용하여 절개하고 협 설측 모두 전층 판막을 거상하여, 하악골 하악지 협측 면의 하악각을 노출시켰다. 직경 3 mm의 trephine bur를 이용해, 3 mm bilateral transcortical defect를 양측 하악지에 형성 후, 차단막을 9 mm로 다듬어 주변골에 3 mm씩 겹치도록 하며 골 결손부의 협 설측을 덮어주었다(Fig.
본 연구는 돼지 진피 collagen을 이용, dehydrothermal treatment를 이용하여 교차결합시킨 흡수성 차단막이 백서 골 재생에 미치는 효과와 염증 및 흡수정도를 돼지 진피유래의 교차결합시키지 않은 콜라겐인 BioGideⓇ (Geistlich Biomaterials, Wolhusen, Switzerland)와 송아지 콜라겐을 glutaraldehyde로 교차결합시킨 BioMendⓇ (Sulzer Medica, Colla-Tec Inc., Plainsboro, NJ, USA)과 비교하였다.
채취한 조직절편은 10% neutral formalin으로 고정하고, 5% 질산용액에 탈회를 거쳐 파라핀에 포매한 다음, 최종적으로 하악골에 수직(vertical section) 방향으로 4∼6 um 두께로 잘라서, hematoxilin and eosin (H&E) stain과 Masson's trichrome(MT) stain을 하였다. 슬라이드 이미지는 RTTM-KE color mosaic(Diagnostic Instruments, Inc, Michigan, USA)를 이용하여 촬영하였고 SPOT software ver. 4.6 (Diagnostic Instruments, Inc, Michigan, USA)를 이용하여 디지털화하였다. 염증반응을 평가하기 위해 H&E stain 절편에서 반정량화방법(semiquantitive method)으로 림프구(lymphocyte)와 다핵거대세포(multinucleated giant cell)의 수를 점수화하였다(0=no cells, 1=few cells, 2=mild inflatrate, 3=moderate infiltrate, 4=severe infiltrate).
이 실험은 DHT를 이용하여 교차결합시킨 collagen membrane을 임상에서 효과적으로 사용되는 collagen membrane과 비교하여 안전성, 염증반응 정도, 골재생 정도, 흡수 정도를 비교하였다. 비록 백서의 하악골하연 골결손, 골이식 모델을 사용한 것으로 임상적으로 행해지는 GBR을 그대로 재현하지는 못했고 많은 개체의 사망으로 개체수가 부족하다는 한계가 있으나, 대조군으로 사용한 차단막에 비해 열등하지 않음을 보여주었다.
24마리의 6주령 Sprague-Dawley rats을 이용하여 mandibular angle에서 골을 채취하여, 3×4 mm size로 다듬었다. 채취한 골을 하악골 하연의 곡면에 위치시키고 microscrew를 이용해 고정한 후, 차단막으로 피개하였다(Fig. 3). 12마리는 우측에 Bio-MendⓇ, 좌측에 실험막을 이식하였으며, 나머지 12마리는 우측에 Bio-GideⓇ를 좌측에는 차단막을 덮지 않았다.
채취한 조직절편은 10% neutral formalin으로 고정하고, 5% 질산용액에 탈회를 거쳐 파라핀에 포매한 다음, 최종적으로 하악골에 수직(vertical section) 방향으로 4∼6 um 두께로 잘라서, hematoxilin and eosin (H&E) stain과 Masson's trichrome(MT) stain을 하였다.
대상 데이터
24마리의 6주령 Sprague-Dawley rats을 이용하여 mandibular angle에서 골을 채취하여, 3×4 mm size로 다듬었다.
4주 후, 10마리의 백서가 생존하였다(BiomendⓇ/실험막 5마리, BioGideⓇ/no membrane 5마리). 염증세포 침윤정도를 반 정량화 한 분석에서 실험막은 BioGideⓇ와 BioMendⓇ에 비해 적은 다핵거대세포 침윤을 보여주어(P=0.
비교 차단막으로는 돼지 dermis 유래의 non-cross-linked type I & III collagen인 BioGideⓇ와 glutaraldehyde cross-linked bovine type I collagen인 BioMendⓇ를 사용하였다.
실험동물은 24마리의 6주령 Sprague-Dawley 백서를 이용하였으며 실험 및 사육은 서울대학교 치의학대학원 실험동물위원회의 지침 및 동물실험 관련 법규를 준수하였다. Sodium pentobarbital 복강 내 주사(50 mg/kg)를 통한 전신마취 후, 부가적으로 출혈감소와 국소 마취를 위해 1：100,000 epinephrine을 함유한 2% lidocaine HCl을 수술 부위에 피하주사하였다.
실험에 사용된 collagen 멤브레인(CollaGuideⓇ, ㈜바이오랜드, Cheonan, Korea)은 돼지의 진피에서 추출 및 정제된 타입I atelocollagen이 주성분으로 이루어져 있으며, 필름층과 다공성 스폰지층의 이중 구조로 이루어져 있다(Fig. 1). 차단막의 필름층은 상처 주변부위의 연조직이 상처부위로 유입되지 못하도록 하는 차폐막의 역할을 하며, 다공성 스폰지층은 뼈조직의 재생을 돕는 역할을 하도록 설계되었다.
데이터처리
차단막의 종류와 림프구 점수, 다핵거대세포 점수, 차단막 흡수 점수와의 관계는 Fisher's exact test를 이용하여 분석하였고, 차단막의 종류와 신생골형성의 관계는 Kruskal-Wallis분석을 시행하였다.
차단막의 필름층은 상처 주변부위의 연조직이 상처부위로 유입되지 못하도록 하는 차폐막의 역할을 하며, 다공성 스폰지층은 뼈조직의 재생을 돕는 역할을 하도록 설계되었다. 진공상태에서 collagen을 고온에서(＞90oC) 수분을 제거함으로써 에스터화(esterification)나 아마이드 형성(amide formation)을 통한 응축을 야기시켜 분자간 교차결합을 형성하는 dehydrothermal treatment (DHT) 기법을 이용하였다[8]. 비교 차단막으로는 돼지 dermis 유래의 non-cross-linked type I & III collagen인 BioGideⓇ와 glutaraldehyde cross-linked bovine type I collagen인 BioMendⓇ를 사용하였다.
Lamella bone과 non-lamella bone과의 구분은 통상적인 조직학적 기준을 이용하였으며, 신생골 형성은 신생골 면적을 막으로 둘러싸여 있는 곳에서 신생골이 차지하고 있는 부분과 그 주변의 골결손 부위의 넓이의 합으로 나눈 후 백분율로 표시하였다. 차단막의 흡수 정도는 반정량화방법을 이용해 점수화 하였다(0: 차단막 흡수 없음, 1: 표층에만 혈관형성, 2: 차단막의 1/2 두께까지 혈관형성, 3: 차단막 전체 두께에 혈관형성, 4: 차단막의 완전한 분해).
성능/효과
본 연구에서도 교차결합시키지 않은 collagen membrane인 BioGideⓇ가 다른 두 차단막에 비해 흡수가 빠르고 lymphocyte의 많은 침투를 보인 반면, 교차결합을 시킨 collagen membrane은 교차결합시키지 않은 차단막에 비해 명맥히 느린 혈관화와 분해를 보였다. 다른 논문에서도 glutaraldehyde cross-linked mineralized polyanionic collagen membrane을 백서 피하에 이식 후 흡수율과 생체적합성을 교차결합시키지 않은 collagen membrane과 비교했을 때, 교차결합시키지 않은 차단막은 염증 반응과 다핵거대세포에 의한 phagocytosis가 있었고 이를 차단막의 빠른 분해 때문인 것으로 보았다[13].
/ no membrane군이 생존하였다. 실험막 1개가 치유기간 중 노출, 감염되었으며, 다른 차단막은 모두 양호한 치유양상을 보였다. 조직학적 분석에서 모든 차단막은 완전히 흡수되었으며, 림프구와 다핵거대세포가 관찰되지는 않았다.
실험막 1개가 치유기간 중 노출, 감염되었으며, 다른 차단막은 모두 양호한 치유양상을 보였다. 조직학적 분석에서 모든 차단막은 완전히 흡수되었으며, 림프구와 다핵거대세포가 관찰되지는 않았다. 이식한 골편의 부분적 생착 및 remodelling으로 흡수율을 계산하지는 못하였다(Fig.
후속연구
CollaGuideⓇ은 백서 골결손, 골이식 모델에서 Bio-GuideⓇ, BioMendⓇ와 유사하게 안전하고 효율적으로 골재생을 촉진시키며, GBR에서 효과적으로 적용될 수 있을 것으로 생각된다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
골유도재생술에서 차폐막은 어떤 역할을 하는가?
골유도재생술(guided bone regeneration, GBR)은 Dahlin[1]이 외과적 골결손부를 형성하고 차폐막의 사용 여부에 따라 치유양상의 차이점을 보고하여 등장하였으며, 현재 치조골증강술을 위한 하나의 방법으로 확립되어 있다. 골유도재생술에 이용되는 차폐막은 치조골결손부위에 치조골세포가 도달해서 골조직의 재생을 유도할 때까지 인접 상피세포, 결체조직 세포가 도달하지 않도록 막는 역할을 한다[2]. 골유도재생술 및 조직유도재생술에 사용하기 위해 차폐막은 생체적합성, 조직 부착능, 공간유지력, 세포폐쇄능, 조작용이성을 갖추어야 한다[3].
차폐막이 차단기능을 유지해야 하는 기간은 어떠한가?
골유도재생술 및 조직유도재생술에 사용하기 위해 차폐막은 생체적합성, 조직 부착능, 공간유지력, 세포폐쇄능, 조작용이성을 갖추어야 한다[3]. 치주조직 재생을 위한 조직유도재생술에서는 4∼6주 정도의 짧은 기간동안만 차단기능을 유지하면 되지만, 골유도재생술에는 보다 긴 기간이 필요하다[2]. 처음에 사용되었던 비흡수성 차단막은 긴 시간에 걸쳐 조직을 분리시키는 능력을 유지하고, 막이 노출되지 않으면 차단막은 수개월에서 수년간 남아있어 골재생에 영향을 준다.
흡수성 차단막의 개발에는 어떤 재료들이 사용되고 있는가?
Wallace 등은 상악동 거상술식에서 골 창을 피개함에 있어서 비흡수성 차단막과 흡수성 차단막 사이의 생활골 형성과 임플란트 생존에 유의할 만한 차이는 없다고 보고하였다[4]. 흡수성 차단막은 collagen, dura mater, polylactic/polyglycolic acid, calcium sulfate, chitosan 등을 재료로 하여 개발되었으며, 현재 치과 임상에서의 사용빈도가 증가하고 있다[5]. 그 중 collagen은 중성구와 섬유모세포를 활성화시키고 혈병형성에 관여하며, 항원성이 적어 많이 사용되어왔으며, 양호한 임상적 결과를 보였다[6].
참고문헌 (21)
Dahlin C, Linde A, Gottlow J, Nyman S. Healing of bone defects by guided tissue regeneration. Plast Reconstr Surg 1988;81:672-6.
Gottlow J. Guided tissue regeneration using bioresorbable and non-resorbable devices: initial healing and long-term results. J Periodontol 1993;64(11 Suppl):1157-65.
Wallace SS, Froum SJ, Cho SC, et al. Sinus augmentation utilizing anorganic bovine bone (Bio-Oss) with absorbable and nonabsorbable membranes placed over the lateral window: histomorphometric and clinical analyses. Int J Periodontics Restorative Dent 2005;25:551-9.
Lim HC, Chae GJ, Jung UW, et al. Initial tissue response of biodegradable membrane in rat subcutaneous model. J Korean Acad Periodontol 2007;37:839-48.
Friedmann A, Strietzel FP, Maretzki B, Pitaru S, Bernimoulin JP. Histolological assessment of augmented jaw bone utilizing a new collagen barrier membrane compared to a standard barrier membrane to protect a granular bone substitute material. Clin Oral Implants Res 2002;13:587-94.
Tierney CM, Haugh MG, Liedl J, Mulcahy F, Hayes B, O'Brien FJ. The effects of collagen concentration and crosslink density on the biological, structural and mechanical properties of collagen-GAG scaffolds for bone tissue engineering. J Mech Behav Biomed Mater 2009;2:202-9.
Oh TJ, Meraw SJ, Lee EJ, Giannobile WV, Wang HL. Comparative analysis of collagen membranes for the treatment of implant dehiscence defects. Clin Oral Implants Res 2003;14:80-90.
Owens KW, Yukna RA. Collagen membrane resorption in dogs: a comparative study. Implant Dent 2001;10:49-58.
Paul BF, Mellonig JT, Towle HJ 3rd, Gray JL. Use of a collagen barrier to enhance healing in human periodontal furcation defects. Int J Periodontics Restorative Dent 1992;12: 123-31.
Rothamel D, Schwarz F, Sculean A, Herten M, Scherbaum W, Becker J. Biocompatibility of various collagen membranes in cultures of human PDL fibroblasts and human osteoblast- like cells. Clin Oral Implants Res 2004;15:443-9.
Verissimo DM, Leitao RF, Ribeiro RA, et al. Polyanionic collagen membranes for guided tissue regeneration: Effect of progressive glutaraldehyde cross-linking on biocompatibility and degradation. Acta Biomater 2010;6:4011-8.
Moses O, Pitaru S, Artzi Z, Nemcovsky CE. Healing of dehiscence- type defects in implants placed together with different barrier membranes: a comparative clinical study. Clin Oral Implants Res 2005;16:210-9.
Gough JE, Scotchford CA, Downes S. Cytotoxicity of glutaraldehyde crosslinked collagen/poly(vinyl alcohol) films is by the mechanism of apoptosis. J Biomed Mater Res 2002; 61:121-30.
Drexler JW, Powell HM. DHT crosslinking of electrospun collagen. Tissue Eng Part C Methods 2010 [Epub ahead of print]
Cornwell KG, Lei P, Andreadis ST, Pins GD. Crosslinking of discrete self-assembled collagen threads: Effects on mechanical strength and cell-matrix interactions. J Biomed Mater Res A 2007;80:362-71.
Haugh MG, Jaasma MJ, O'Brien FJ. The effect of dehydrothermal treatment on the mechanical and structural properties of collagen-GAG scaffolds. J Biomed Mater Res A 2009;89:363-9.
Tatakis DN, Promsudthi A, Wikesjo UM. Devices for perio dontal regeneration. Periodontol 2000 1999;19:59-73.
Sano A, Maeda M, Nagahara S, et al. Atelocollagen for protein and gene delivery. Adv Drug Deliv Rev 2003;55:1651-77.
Luten J, van Nostrum CF, De Smedt SC, Hennink WE. Biodegradable polymers as non-viral carriers for plasmid DNA delivery. J Control Release 2008;126:97-110.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.