A 1.28 L-batch reactor and continuous-flow stirred tank reactor (CFSTR) fed with formate and trichloroethene (TCE) were operated for 120 days and 56 days, respectively, to study the effect of formate as electron donor on anaerobic reductive dechlorination (ARD) of TCE to cis-1,2-dichloroethylene (c-...
A 1.28 L-batch reactor and continuous-flow stirred tank reactor (CFSTR) fed with formate and trichloroethene (TCE) were operated for 120 days and 56 days, respectively, to study the effect of formate as electron donor on anaerobic reductive dechlorination (ARD) of TCE to cis-1,2-dichloroethylene (c-DCE), vinyl chloride (VC), and ethylene (ETH). In batch reactor, injected 60 ${\mu}mol$ TCE was completely degraded in the presence of 20% hydrogen gas ($H_2$) in less than 8 days by anaerobic dechlorination mixed-culture (300 mg-soluble protein), Evanite Culture with ability to completely degrade tetrachloroethene (PCE) and -TCE to ETH under anaerobic conditions. Once the formate was used as electron donor instead of hydrogen gas in batch or chemostat system, the TCE-dechlorination rate decreased and acetate production rate increased. It indicates that the concentration of hydrogen produced in both systems is possibly more close to threshold for homoacetogenesis process. Soluble protein concentration of Evanite culture during the batch test increased from 300 mg to 688 mg for 120 days. Through the protein monitoring, we confirmed an increase of microbial population during the reactor operation. In CFSTR test, TCE was fed continuously at 9.9 ppm (75.38 ${\mu}mol/L$) and the influent formate feed concentration increased stepwise from 1.3 mmol/L to 14.3 mmol/L. Injected TCE was accumulated at 18 days of HRT, but TCE was completely degraded at 36 days of HRT without accumulation of the injected-TCE during the left of experiment period, getting $H_2$ from fermentative hydrogen production of injected formate. Although c-DCE was also accumulated for 23 days after beginning of CFSTR operation, it reached steady-state in the presence of excessive formate. We also evaluated microbial dynamic of the culture at different chemical state in the reactor by DGGE (denaturing gradient gel electrophoresis).
A 1.28 L-batch reactor and continuous-flow stirred tank reactor (CFSTR) fed with formate and trichloroethene (TCE) were operated for 120 days and 56 days, respectively, to study the effect of formate as electron donor on anaerobic reductive dechlorination (ARD) of TCE to cis-1,2-dichloroethylene (c-DCE), vinyl chloride (VC), and ethylene (ETH). In batch reactor, injected 60 ${\mu}mol$ TCE was completely degraded in the presence of 20% hydrogen gas ($H_2$) in less than 8 days by anaerobic dechlorination mixed-culture (300 mg-soluble protein), Evanite Culture with ability to completely degrade tetrachloroethene (PCE) and -TCE to ETH under anaerobic conditions. Once the formate was used as electron donor instead of hydrogen gas in batch or chemostat system, the TCE-dechlorination rate decreased and acetate production rate increased. It indicates that the concentration of hydrogen produced in both systems is possibly more close to threshold for homoacetogenesis process. Soluble protein concentration of Evanite culture during the batch test increased from 300 mg to 688 mg for 120 days. Through the protein monitoring, we confirmed an increase of microbial population during the reactor operation. In CFSTR test, TCE was fed continuously at 9.9 ppm (75.38 ${\mu}mol/L$) and the influent formate feed concentration increased stepwise from 1.3 mmol/L to 14.3 mmol/L. Injected TCE was accumulated at 18 days of HRT, but TCE was completely degraded at 36 days of HRT without accumulation of the injected-TCE during the left of experiment period, getting $H_2$ from fermentative hydrogen production of injected formate. Although c-DCE was also accumulated for 23 days after beginning of CFSTR operation, it reached steady-state in the presence of excessive formate. We also evaluated microbial dynamic of the culture at different chemical state in the reactor by DGGE (denaturing gradient gel electrophoresis).
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문제 정의
그러므로, 탈염소화 미생물을 현장에 적용시 효율적인 유기염소계 화합물의 생물학적 정화를 위해 반드시 전자공여체 문턱(threshold) 농도를 고려해야 한다. 본 연구에서는 반응조내 미생물농도 변화를 단백질을 모니터링을 통해 확인하였다. 이를 위해, Chemostat 반응조에서 채취한 5 mL 시료를 일정량의 SMARTTM Bacterial Protein Extraction Solution과 혼합 후 13,000 rpm에서 5분간 교반시킴으로써 soluble protein을 추출하였다.
따라서, 고농도의 미생물을 지속적안정적으로 성장시키기 위해서는 적절한 유기산 공급을 통해 전자공여 체인 수소를 공급해주고, 미생물 성장을 위한 현장조건을 만들어 주어야 한다. 본 연구에서는, 고농도 혐기성 환원적 탈염소화미생물(Dehalococcoides spp. 등) 및 전자공여체를 제공하는 유기산 발효미생물을 포함하는 혼합균주(EV culture)를 보다 안정적으로 성장시키기 위해서 formate 농도 등 연속흐름반응조 조건을 알아보고자 하였다. 동시에, 반응조 운전기간동안 다양한 화학적·생물학적 조건에 따른 EV culture 활성 및 군집변화를 확인하였다.
제안 방법
160 ml 배양병 및 chemostat 반응조의 head space상에 있는 기체시료는 gas tight 주사기(Haminlton, Reno, Nevada, USA)를 이용하여 채취한 후, 수소 농도는 Thermal conductivity detector(TCD)가 장착된 Gas chromatography(GC, DS6200, Korea)를 사용하여 분석하였다. 분석용 컬럼은 HAYESEP Q 80/100 mesh(3 ×203 mm, Altech, USA)이었으며, carrier gas는 He으로 하였다.
Chmostat 반응조 및 160 ml 배양병의 head space상에 있는 기체시료를 gas tight 주사기(Haminlton, Reno, Nevada, USA)를 이용하여 가스 시료 100 µL를 채취한 후, FID detecter가 장착된 GC-17A(SHIMADZU, Kyoto, Japan)를 이용하여 유기염소계 화합물은 분석되었다.
증폭된 eubacterial 16S rDNA gene을 DGGE로 분석하였다. Eubacterial 16S rDNA gene primers에 의해서 증폭된 PCR 생성물을 40~60%의 gradient를 가지는 acrylamide gel에서 분석하였다. 이때, Running buffer로서 1 × TAE buffer(40 mM Tris, 20 mM acetic acid and 1 mM EDTA at pH 8.
연속흐름으로 반응조를 작동하기 전에, EV culture는 TCE가 주입되고 유기산 발효에 의해 수소가 공급되는 회분식 반응조에서 2주 동안 Biofilm을 형성하기 위해서 배양되었다. Gas-tight한 chemostat 반응조을 구성하기 위해서 up-church 제품으로 벨브, 튜브, 반응조의 cap부분을 구성하였고(Fig. 1b), syringe pump를 이용하여 TCE 및 유기산 발효에 의한 전자공여체 기질로서 formate를 연속적으로 주입하였다.
Genomic DNA를 추출한 후 유전자 증폭기기 (MyGenieTM 32 Thermal Block, Daejeon, Korea)를 이용하여 PCR 분석을 수행하였다. 이때 사용한 primer는 Eubacterial 16S rDNAgene primers로 341FGC(5'-CCT ACG GGA GGC AGC AG-3')와 518R(5'-ATT ACC GCG GCT GCT GG-3')이다.
동시에, 반응조 운전기간동안 다양한 화학적·생물학적 조건에 따른 EV culture 활성 및 군집변화를 확인하였다.
액체상 20 µmol/L 이하의 저농도의 수소는 reduction gas detector(RGD)가 장착된 Trace Analytical TA3000R(Menlo Pa가, CA)에 25 µl를 주입하여 분석하였다.
2% Triton X-100, 20 mg/mL lysozyme)에 균을 부유한 후 37℃에서 30분간 반응, Proteinase K를 넣고 70℃에서 30분간 반응을 순차적으로 진행하였다. 에탄올 첨가 후 컬럼을 이용하여 DNA를 정제하였다. 정제한 DNA는 Nanodrop ND-1000 분광광도계(Nanodrop Technologies, Rockland, USA)를 이용하여 DNA농도와 순수도(260/280 ratio)를 확인하였다.
HPLC에 사용되는 모든 용액은 사용 전에 여과하여 사용하였다. 이동상의 흐름은 1 ml/min으로 유지하고 formate와 acetate는 각각 230 nm와 205 nm의 파장에서 분석하였다.
본 연구에서는 반응조내 미생물농도 변화를 단백질을 모니터링을 통해 확인하였다. 이를 위해, Chemostat 반응조에서 채취한 5 mL 시료를 일정량의 SMARTTM Bacterial Protein Extraction Solution과 혼합 후 13,000 rpm에서 5분간 교반시킴으로써 soluble protein을 추출하였다. 추출된 protein을 Nano-drop 흡광계(Nano-drop Technologies, DE, USA)를 이용하여 농도를 측정하였으며, 기간별로 확보된 시료의 protein 농도는 0.
전 처리한 10 µl의 액체시료를 photodiode array dector (PAD, Waters 996)가 장착된 Waters HPLC system(510 HPLC pump, 717 automatic sampler)을 사용하여 분석 하였다.
3)를 사용하였고, PCR시료 loading 후에 60 볼트, 60℃에서 7시간 동안 전기영동 하였다. 전기영동한 후, Ethidium bromide (0.5 g/mL of 1X TBE)로 15분간 염색한 후, UV illuminator(302 nm)로 밴드 양상을 확인하였으며 밴드의 강도를 비교하여 토양층별 미생물의 종류 및 양을 분석하였다.
에탄올 첨가 후 컬럼을 이용하여 DNA를 정제하였다. 정제한 DNA는 Nanodrop ND-1000 분광광도계(Nanodrop Technologies, Rockland, USA)를 이용하여 DNA농도와 순수도(260/280 ratio)를 확인하였다.
PCR 조건은 94℃에서 3분간 denaturation시킨 후, 94℃에서 30초, 53℃에서 30초, 72℃에서 30초 조건으로 총 30 cycle을 수행한 후 72℃에서 5분간 반응시켰다. 증폭된 eubacterial 16S rDNA gene을 DGGE로 분석하였다. Eubacterial 16S rDNA gene primers에 의해서 증폭된 PCR 생성물을 40~60%의 gradient를 가지는 acrylamide gel에서 분석하였다.
미생물 배양을 위한 배지는 다음과 같이 제조되었다. 탈염소화 미생물 성장을 위한 배지에 0.064 mM의 Na2S를 환원제로서 첨가하였고, 배지의 pH를 7~7.5로 유지하기 위해서 300 mg/L의 Na2CO3를 첨가하였다. 즉, 수소를 전자공여체로 사용할 때 탈염소화 과정에서 생성되는 HCl로부터 pH를 보정하기 위해서 충분한 양의 알칼리성 탄산수소염(Na2CO3)이 첨가되었다.
혼합 반응조를 HRT 18 day로 운전하여 총 100 µmol의 염소계 유기화합물(TCE, cDCE, VC, ETH)을 포함하는 chemostat 반응조에서 formate 주입 농도에 따른 반응조내 유기화합물의 변화를 관찰하였다.
대상 데이터
Spilt ratio는 1 : 1, inlet 온도는 250℃, detector 온도는 250℃로 설정하였다. Carrier gas는 고순도 질소 가스(99.999%)를 사용하였고, 칼럼 가스 속도는 28.35 mL/min, 선속도 142.4 cm/sec, 압력 108 kPa로 설정하였다. TCE, c-DCE, VC, ETH의 retention time은 3.
본 연구에서는 혐기성 환원적 탈염소화 미생물 (i.e.Dehalococcoides spp.) 및 유기화합물 발효 미생물을 포함하는 혼합균주인 Evanite Culture(EV culture)를 사용하였다(Hong et al., 2010). 미생물 배양을 위한 배지는 다음과 같이 제조되었다.
본 연구에서는, 반응에 필요한 수소를 공급하기 위한 유기화합물로서 포름산나트륨을 선정하였다. 대부분 유기화합물의 유기적 발효에 의해 생성된 수소는 TCE 탈염소화 과정에서 소비되는 동시에 H+의 형태로 TCE 분해에서 생성되는 Cl−와 반응하여 염산을 생성한다.
분석용 컬럼은 HAYESEP Q 80/100 mesh(3 ×203 mm, Altech, USA)이었으며, carrier gas는 He으로 하였다.
분석용 컬럼은 Microsorb-MV C8(4.6 × 250 mm, Rainin Instrument Com- pany, Inc., USA)이었으며, 이 동상은 0.01 N H2SO4을 사용하였다.
이때 사용한 primer는 Eubacterial 16S rDNAgene primers로 341FGC(5'-CCT ACG GGA GGC AGC AG-3')와 518R(5'-ATT ACC GCG GCT GCT GG-3')이다.
성능/효과
1. Biofilm-type 혐기성 탈염소화혼합미생물을 TCE제거를 위한 연속흐름반응조에 사용할 경우, suspension-type 과 비교하여 미생물 유출량이 적고 반응조 내에 일정한 농도를 유지하기에 유리하였다.
3. 회분식반응조에서는 homoacetogenesis군집증가에 따른 acetate의 축적이 관찰되었으나, 연속흐름반응조에서는 일정한 농도의 acetate를 유지하여 pH변화를 방지할 수 있었다.
4. 혐기성연속흐름반응조를 HRT 36일로 운전하고, TCE농도의 10배이상의 formate를 지속적으로 주입할 때 20 ppm TCE는 완전히 제거되었다.
이와 같은 chemostat 반응조 운전 결과를 통해 추후 오염현장에 설치된 on-site biogrowth 반응조에 혐기성 탈염소화 미생물을 식종한 후 일정한 농도 이상의 protein 농도가 유지되며 위에서 언급된 TCE 분해율을 계산함으로써 혐기성 탈염소화의 미생물 농도와 슬러지 유출량을 최적화시킬 수 있을 것으로 판단된다. DGGE 분석 결과, Fig. 8과 같이 반응조 운전기간동안에 미생물군집변화를 관찰할 수 있었다. 대표적으로 빨강색 점선의큰 원으로 표시된 DGGE 밴드의 강도가 반응조 운전기간 동안 지속적으로 증가하는 것을 보면 특정 미생물군집의 개체수가 증가했다는 것을 짐작할 수 있다.
Fig. 4는 완전혼합반응조 형태의 chemostat 반응조에서 HRT를 증가시킨 후 회분식 조건으로 운전형태를 변형시켰을 때 탈염소화율을 관찰한 결과인데, 실험 초기 반응 조에 잔류하는 TCE 농도를 고려한다면 지속적으로 주입되는 TCE는 실험시작 8일만에 완전 분해되었으며 HRT 를 18일에서 36일로 증가시킴에 따라 c-DCE가 급격히 증가했다. 실험시작 90일 후 TCE와 formate 주입을 중단하고 회분식 형태로 운전형태를 변화시킨 결과 TCE는 완전분해 되었지만 VC가 축적되었다.
4와 같이 반응조 내에 잔류하는 TCE가 완전분해 되었으며 c-DCE의 농도가 급격히 증가하였다. Formate 주입량을 지속적으로 증가시킨 결과 주입되는 TCE는 완전분해 되었으며 연속적으로 주입되는 formate의 90%가 분해되며 수소 발생량이 증가하기 시작하였다(Fig. 4, 5). 하지만 초기 주입 formate의 6배를 주입한 30일 이후 c-DCE가 VC 또는 ETH으로 분해되는 경향이 느려지는 것을 관찰할 수 있다.
8 mmol)로 증가시켰으며 HRT를 36 day로 증가시켰다. 그 결과 Fig. 4와 같이 반응조 내에 잔류하는 TCE가 완전분해 되었으며 c-DCE의 농도가 급격히 증가하였다. Formate 주입량을 지속적으로 증가시킨 결과 주입되는 TCE는 완전분해 되었으며 연속적으로 주입되는 formate의 90%가 분해되며 수소 발생량이 증가하기 시작하였다(Fig.
혼합 반응조를 HRT 18 day로 운전하여 총 100 µmol의 염소계 유기화합물(TCE, cDCE, VC, ETH)을 포함하는 chemostat 반응조에서 formate 주입 농도에 따른 반응조내 유기화합물의 변화를 관찰하였다. 그 결과, 반응조내 TCE가 ETH로 완전 탈염소화 되지 못하고 c-DCE가 지속적으로 증가하였다. 이는 formate 발효에 의해 공급되는 전자수용체가 부족하기 때문으로 판단하여 실험시작 5일 후 formate 주입량을 3.
또한 실험기간동안 chemostat 반응조에 존재하는 혐기성 탈염소화 미생물의 양을 protein 농도로 가정하고 TCE 분해율을 계산한 결과 18 µmol TCE/mg protein/day로 나타났다.
4는 완전혼합반응조 형태의 chemostat 반응조에서 HRT를 증가시킨 후 회분식 조건으로 운전형태를 변형시켰을 때 탈염소화율을 관찰한 결과인데, 실험 초기 반응 조에 잔류하는 TCE 농도를 고려한다면 지속적으로 주입되는 TCE는 실험시작 8일만에 완전 분해되었으며 HRT 를 18일에서 36일로 증가시킴에 따라 c-DCE가 급격히 증가했다. 실험시작 90일 후 TCE와 formate 주입을 중단하고 회분식 형태로 운전형태를 변화시킨 결과 TCE는 완전분해 되었지만 VC가 축적되었다. 즉, 탈염소화 혼합미생물은 반응조의 운전형태에 따라 변화하는 전자공여체인 수소의 농도에 따라 탈염소화반응에 영향을 미칠 수 있다는 것을 확인하였다.
실험시작 2일 후 주입된 TCE가 완전 분해되었으나 동시에 c-DCE가 생성되었다. 실험시작 약 28일 후 2 mmol formate를 회분식 반응조에 주입한 결과 c-DCE생성은 급격하게 증가하였지만 여전히 VC와 ETH의 생성은 관찰되지 않았다. 하지만 실험시작 44일 후 10 mmol로 formate농도를 증가시키자 VC 및 ETH이 생성되었으며 c-DCE는 점차 감소하였다.
이후 회분식 반응조 내 formate를 일정한 간격으로 주입함에 따라 VC와 ETH은 지속적으로 생성되었으며 실험시작 100일 후 c-DCE는 완전 분해되었다. 이를 통하여 formate 주입 시 유기산 발효에 의한 전자공여체 공급에 따라 c-DCE가 VC와 ETH 으로 완전 분해됨을 확인할 수 있었다. 120일 동안 회분식 반응조의 formate와 acetate 농도는 Fig.
유기산(formate와 acteate)을 모니터링한 결과, 반응조 운전 초기에는 batch 조건에서 생성된 acetate는 점차 감소하여 약 20일후에는 일정농도를 유지하였다. 즉, 비교적 long-term의 HRT로 셋팅된 연속흐름반응조 조건에서는, acetate의 축적 없이 미생물을 성장시키며 반응조를 운전할 수 있었다. 본 실험결과를 바탕으로 On-Site 반응조 운전인자도출을 위한 기초자료를 확보할 수 있었다.
실험시작 90일 후 TCE와 formate 주입을 중단하고 회분식 형태로 운전형태를 변화시킨 결과 TCE는 완전분해 되었지만 VC가 축적되었다. 즉, 탈염소화 혼합미생물은 반응조의 운전형태에 따라 변화하는 전자공여체인 수소의 농도에 따라 탈염소화반응에 영향을 미칠 수 있다는 것을 확인하였다. 그러므로, 탈염소화 미생물을 현장에 적용시 효율적인 유기염소계 화합물의 생물학적 정화를 위해 반드시 전자공여체 문턱(threshold) 농도를 고려해야 한다.
이를 위해, Chemostat 반응조에서 채취한 5 mL 시료를 일정량의 SMARTTM Bacterial Protein Extraction Solution과 혼합 후 13,000 rpm에서 5분간 교반시킴으로써 soluble protein을 추출하였다. 추출된 protein을 Nano-drop 흡광계(Nano-drop Technologies, DE, USA)를 이용하여 농도를 측정하였으며, 기간별로 확보된 시료의 protein 농도는 0.2~0.4 mg/ mL로 비교적 일정하게 유지됨을 알 수 있다(Fig. 7). 또한 실험기간동안 chemostat 반응조에 존재하는 혐기성 탈염소화 미생물의 양을 protein 농도로 가정하고 TCE 분해율을 계산한 결과 18 µmol TCE/mg protein/day로 나타났다.
실험시작 약 28일 후 2 mmol formate를 회분식 반응조에 주입한 결과 c-DCE생성은 급격하게 증가하였지만 여전히 VC와 ETH의 생성은 관찰되지 않았다. 하지만 실험시작 44일 후 10 mmol로 formate농도를 증가시키자 VC 및 ETH이 생성되었으며 c-DCE는 점차 감소하였다. 이후 회분식 반응조 내 formate를 일정한 간격으로 주입함에 따라 VC와 ETH은 지속적으로 생성되었으며 실험시작 100일 후 c-DCE는 완전 분해되었다.
후속연구
하지만 초기 주입 formate의 6배를 주입한 30일 이후 c-DCE가 VC 또는 ETH으로 분해되는 경향이 느려지는 것을 관찰할 수 있다. 이러한 결과는 일정량 이상의 formate를 주입하여도 탈염소화에 사용되는 전자수용체의 양은 한정되어 있으며, 추후 On-Site 공정 운전 시 지하수에 존재하는 TCE 농도에 따른 적절 formate 주입량을 예상할 수 있다. 유기산(formate와 acteate)을 모니터링한 결과, 반응조 운전 초기에는 batch 조건에서 생성된 acetate는 점차 감소하여 약 20일후에는 일정농도를 유지하였다.
또한 실험기간동안 chemostat 반응조에 존재하는 혐기성 탈염소화 미생물의 양을 protein 농도로 가정하고 TCE 분해율을 계산한 결과 18 µmol TCE/mg protein/day로 나타났다. 이와 같은 chemostat 반응조 운전 결과를 통해 추후 오염현장에 설치된 on-site biogrowth 반응조에 혐기성 탈염소화 미생물을 식종한 후 일정한 농도 이상의 protein 농도가 유지되며 위에서 언급된 TCE 분해율을 계산함으로써 혐기성 탈염소화의 미생물 농도와 슬러지 유출량을 최적화시킬 수 있을 것으로 판단된다. DGGE 분석 결과, Fig.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
생물학적 복원분야에서 혐기성 탈염소화에 의한 정화방법은 어떤 장점을 가지고 있는가?
이를 해결하기위해, 적용가능한 원위치 정화공정은 세정공정(계면활성제/부용매), 열처리공정(스팀/전기), 화학적처리(산화/환원) 및 생물학적 처리 등이 있다(US EPA, 2003). 생물학적 복원분야에서 혐기성 탈염소화에 의한 정화방법은 고농도의 TCE를 효율적으로 제거할 수 있다는 장점 때문에 많은 연구가 진행되었다. 특히, PCE 혹은 TCE를 ETH (ethylene)으로 완전 탈염소화가 가능한 Dehalococcoides spp.
본 논문에서 formate 농도 등 연속흐름반응조 조건을 알아본 결과는 어떠한가?
1. Biofilm-type 혐기성 탈염소화혼합미생물을 TCE제거를 위한 연속흐름반응조에 사용할 경우, suspension-type 과 비교하여 미생물 유출량이 적고 반응조내에 일정한 농도를 유지하기에 유리하였다.
2. 전자공여체로서 수소대신 formate를 사용할 때, 혼합 미생물에 존재하는 수소발생발효미생물에 의해 유기산인 formate가 발효되어 탈염소화를 위한 수소를 적절히 제공할 수 있었음. 또한, formate는 충분한 용해도와 염산을 중화시킬 수 있는 역할을 하여 pH의 변화가 없었다.
3. 회분식반응조에서는 homoacetogenesis군집증가에 따른 acetate의 축적이 관찰되었으나, 연속흐름반응조에서는 일정한 농도의 acetate를 유지하여 pH변화를 방지할 수 있었다.
4. 혐기성연속흐름반응조를 HRT 36일로 운전하고, TCE 농도의 10배이상의 formate를 지속적으로 주입할때 20 ppm TCE는 완전히 제거되었다.
PCE 혹은 TCE와 같은 유기염소계 화합물로부터 발생한 지하수 오염에 적용할 수 있는 원위치 정화공정에는 어떤 것들이 있는가?
또한, 공극이나 저투수층에 머물면서 매우 천천히 용해되기 때문에 장기적인 지하수 오염원으로 작용하게 된다. 이를 해결하기위해, 적용가능한 원위치 정화공정은 세정공정(계면활성제/부용매), 열처리공정(스팀/전기), 화학적처리(산화/환원) 및 생물학적 처리 등이 있다(US EPA, 2003). 생물학적 복원분야에서 혐기성 탈염소화에 의한 정화방법은 고농도의 TCE를 효율적으로 제거할 수 있다는 장점 때문에 많은 연구가 진행되었다.
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