소나무 껍질 추출물은 높은 항산화 활성을 가지는 것으로 많은 연구 결과를 통해 조사되어 왔으며, 해외에서는 이미 프랑스 해송 껍질 추출물인 피크노제놀(pycnogenol)에 관한 연구가 많이 이루어진 반면, 우리나라 적송 껍질 추출물(PineXol$^{(R)}$)의 생리활성 효과에 대해서는 아직 연구가 많이 이루어지지 못했다. 따라서 본 연구에서는 우리나라 적송 껍질 추출물인 PineXol$^{(R)}$의 항산화 활성 및 anti-adipogenic 활성을 평가하였다. PineXol$^{(R)}$의 총 페놀 및 플라보노이드 함량은 각각 $717.40{\pm}6.86$GAE mg/g 및 $54.44{\pm}0.01$ RE mg/g으로 측정되었다. 또한 다양한 항산화 평가 모델(DPPH, ABTS, FRAP, 환원력)을 통하여 PineXol$^{(R)}$의 항산화 활성을 측정한 결과, 농도가 증가함에 따라 항산화 활성이 유의적으로 증가하였으며, 대조군으로 사용한 동일한 농도의 아스코르빈산과 유사한 항산화 활성을 나타내었다. 또한 ORAC value는 $693.97{\pm}14.13{\mu}M$ TE/g으로 측정되었고, 1.0 mg/mL의 농도에서 55.39%의 아질산염소거능을 나타내었다. PineXol$^{(R)}$은 3T3-L1 지방세포에서 세포독성을 나타내지 않았으며, 분화과정동안 50, 100 및 200 ${\mu}g/mL$의 농도에서의 지방축적량은 각각 $66.85{\pm}5.87$, $44.59{\pm}5.71$ 및 $20.85{\pm}2.78%$의 농도가 증가함에 따른 유의적인 억제효과를 보였다. 이상의 결과로부터, PineXol$^{(R)}$은 항산화 활성 및 지방세포 분화억제 효능을 갖으며, 천연물 유래 항산화제로써 활용 가능성이 높은 것으로 기대된다.
소나무 껍질 추출물은 높은 항산화 활성을 가지는 것으로 많은 연구 결과를 통해 조사되어 왔으며, 해외에서는 이미 프랑스 해송 껍질 추출물인 피크노제놀(pycnogenol)에 관한 연구가 많이 이루어진 반면, 우리나라 적송 껍질 추출물(PineXol$^{(R)}$)의 생리활성 효과에 대해서는 아직 연구가 많이 이루어지지 못했다. 따라서 본 연구에서는 우리나라 적송 껍질 추출물인 PineXol$^{(R)}$의 항산화 활성 및 anti-adipogenic 활성을 평가하였다. PineXol$^{(R)}$의 총 페놀 및 플라보노이드 함량은 각각 $717.40{\pm}6.86$ GAE mg/g 및 $54.44{\pm}0.01$ RE mg/g으로 측정되었다. 또한 다양한 항산화 평가 모델(DPPH, ABTS, FRAP, 환원력)을 통하여 PineXol$^{(R)}$의 항산화 활성을 측정한 결과, 농도가 증가함에 따라 항산화 활성이 유의적으로 증가하였으며, 대조군으로 사용한 동일한 농도의 아스코르빈산과 유사한 항산화 활성을 나타내었다. 또한 ORAC value는 $693.97{\pm}14.13{\mu}M$ TE/g으로 측정되었고, 1.0 mg/mL의 농도에서 55.39%의 아질산염소거능을 나타내었다. PineXol$^{(R)}$은 3T3-L1 지방세포에서 세포독성을 나타내지 않았으며, 분화과정동안 50, 100 및 200 ${\mu}g/mL$의 농도에서의 지방축적량은 각각 $66.85{\pm}5.87$, $44.59{\pm}5.71$ 및 $20.85{\pm}2.78%$의 농도가 증가함에 따른 유의적인 억제효과를 보였다. 이상의 결과로부터, PineXol$^{(R)}$은 항산화 활성 및 지방세포 분화억제 효능을 갖으며, 천연물 유래 항산화제로써 활용 가능성이 높은 것으로 기대된다.
Pine bark extract is made from the bark of Pinus densiflora which naturally contains occurring phytochemicals such as phenolic compounds. PineXol$^{(R)}$ from products of pine bark extract is sold under the brand name. The aim of this study was to evaluate the total phenol, total flavonoi...
Pine bark extract is made from the bark of Pinus densiflora which naturally contains occurring phytochemicals such as phenolic compounds. PineXol$^{(R)}$ from products of pine bark extract is sold under the brand name. The aim of this study was to evaluate the total phenol, total flavonoids contents and antioxidant activity of the PineXol$^{(R)}$ as well as to assess the lipid accumulation during adipogenesis of 3T3-L1 cells. Our results demonstrate that the total phenolic and flavonoids contents of the PineXol$^{(R)}$ were $717.40{\pm}6.86$ GAE mg/mL and $54.44{\pm}0.01$ RE mg/mL, respectively. The antioxidative activities of the PineXol$^{(R)}$ were significantly increased in a dose dependent manner on DPPH (1,1-Diphenyl-2-picryl hydrazyl) radical scavenging, ABTS (2,2'-Azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt) radical scavenging, FRAP (ferric reducing antioxidant power) activity, reducing power, nitrite radical scavenging activity and ORAC (Oxygen radical absorbance capacity) value. In addition, the PineXol$^{(R)}$ inhibited the adipocyte differentiation of 3T3-L1 preadipocytes. Exposure to 200 ${\mu}g/mL$, PineXol$^{(R)}$ significantly reduced lipid accumulation (~80%) in 3T3-L1 cells compared to control cells.
Pine bark extract is made from the bark of Pinus densiflora which naturally contains occurring phytochemicals such as phenolic compounds. PineXol$^{(R)}$ from products of pine bark extract is sold under the brand name. The aim of this study was to evaluate the total phenol, total flavonoids contents and antioxidant activity of the PineXol$^{(R)}$ as well as to assess the lipid accumulation during adipogenesis of 3T3-L1 cells. Our results demonstrate that the total phenolic and flavonoids contents of the PineXol$^{(R)}$ were $717.40{\pm}6.86$ GAE mg/mL and $54.44{\pm}0.01$ RE mg/mL, respectively. The antioxidative activities of the PineXol$^{(R)}$ were significantly increased in a dose dependent manner on DPPH (1,1-Diphenyl-2-picryl hydrazyl) radical scavenging, ABTS (2,2'-Azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt) radical scavenging, FRAP (ferric reducing antioxidant power) activity, reducing power, nitrite radical scavenging activity and ORAC (Oxygen radical absorbance capacity) value. In addition, the PineXol$^{(R)}$ inhibited the adipocyte differentiation of 3T3-L1 preadipocytes. Exposure to 200 ${\mu}g/mL$, PineXol$^{(R)}$ significantly reduced lipid accumulation (~80%) in 3T3-L1 cells compared to control cells.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
따라서 본 연구에서는 PineXol®을 건강기능식품 소재로 활용 시 기초자료를 제공하고자 PineXol®의 총 페놀 및 플라보노이드 함량을 측정하였으며, 다양한 항산화 모델(DPPH radical scavenging, ABTS radical scavenging, FRAP activity, reducing power, ORAC assay)을 통하여 PineXol®의 항산화 활성과 아질산염 소거능을 측정하였다.
따라서 본 연구에서는 우리나라 적송 껍질 추출물인 PineXol®의 항산화 활성 및 anti-adipogenic 활성을 평가하였다.
또한, 3T3-L1 지방세포의 분화과정 중 PineXol®에 의한 세포내 지방 축적 억제활성을 평가하여 항비만 활성에 대한 기초자료를 제공하고자 하였다.
제안 방법
3T3-L1 세포는 실험 전날 1×106 cell 농도로 96-well plate에 seeding하고 50, 100 및 200 μg/mL 농도의 PineXol®을 96-well medium 부피의 1% 되는 양을 처리하여 24 시간 동안 배양하였다.
3T3-L1 지방세포에 대한 PineXol®의 세포 독성평가는 XTT(2,3-bis(2-methoxy-4-nitro-5-sulfophenyl)-2H-tetrazolium-5-carboxanilide innersalt) assay kit를 이용하여 측정하였다.
PineXol®의 총 페놀 함량의 측정은 Folin-Ciocalteau의 방법을 변형하여 측정하였다(16).
XTT 및 PMS(N-Methylphenazonium methyl sulfate) reagent를 37℃에서 완전히 해동시킨 후, 1 mL의 XTT reagent와 20 μL의 PMS reagent를 혼합하여 working solution을 조제하여 96-well medium 부피의 20% 되는 양 만큼 각각의 well에 첨가하여 혼합하였다. Plate는 CO2 incubator에서 4시간 동안 배양한 후, microplate reader를 이용하여 450 nm 흡광도 값에서 690 nm의 흡광도 값을 뺀 결과 값으로 세포독성을 계산하였다(8,24)
을 75mM phosphate buffer에 녹여 peroxy radical의 생성과 소멸에 의한 fluorescent의 감소율을 측정하여 ORAC value를 측정하였다. 과산화 라디칼의 생성을 위해 AAPH를 사용하였고, 표준물질로 trolox를 사용하여 Ou 등(23)의 방법을 응용하여 ORAC value 평가하였다. 시료는 75 mM phosphate buffer(pH 7.
그로부터 2일 후, 지방세포 분화유도 물질(10 μg/mL insulin, 1 μM DEX, 0.5 mM IBMX)과 FBS(10%) 및 P/S(1%)를 함유한 medium으로 전지방세포를 지방세포로 분화유도 하였다.
따라서 3T3-L1 지방세포에 처리하는 PineXol®의 농도는 50, 100 및 200 μg/mL로 결정하였다.
시료 1 mL에 200 mM 인산 완충액(pH 6.6) 및 1%의 potassium ferricyanide를 각각 1 mL씩 차례로 가하여 교반한 후 50℃의 수욕 상에서 20분간 반응시킨 뒤, 10% TCA 용액 1 mL 가하여 13,500×g에서 15분간 원심분리 하였다.
4 mL씩 가하여 잘 혼합하였다. 이 혼합액을 실온에서 15분간 방치한 후 microplate reader를 이용하여 520 nm에서 흡광도를 측정하여 잔존하는 아질산염을 평가하였다. 공시험은 Sample 대신 증류수를 1 mL 가하여 동일하게 행하였다.
2 mL 첨가하여 vortex로 5초간 진탕하고 암소에서 10분 동안 방치 후 microplate reader로 517 nm에서 흡광도를 측정하였다. 전자공여능은 다음 식에 의하여 DPPH free radical 소거능을 나타내었으며, 대조군으로 0.1 mg/mL의 ascorbic acid(AsA)를 이용하였다.
지방세포 분화(day 0)시 medium에 PineXol®을 50, 100 및 200 μg/mL의 농도로 처리하였고, 이때 시료의 효과를 관찰하기 위하여 negative control(음성 대조군)에는 아무것도 처리하지 않았으며, positive control(양성 대조군)에는 항산화제인 NAC(10 mM 1.63 mg/mL)를 처리하여 효능을 비교하였다.
지방세포의 분화는 분화유도 물질을 처리한 후, 2일마다 지속적으로 10 μg/mL insulin, 1% P/S, 10% FBS가 함유된 배지에 각각의 시료를 처리하여 배양하였다.
총 페놀 함량 분석은 gallic acid를 이용하여 작성한 표준곡선(y=12.391x−0.0526, R2=0.9943)으로 부터 함량을 구하였다.
총 플라보노이드 함량 분석은 rutin을 이용하여 작성한 표준곡선(y=1.4144x−0.0393, R2=0.9940)으로 부터 함량을 구하였다.
그 후 시료 25 μL에 fluorescein(40 nM)을 150 μL첨가하고 즉시 AAPH 25 μL를 첨가하였다. 측정 전 shaking을 해준 후 형광분광광도계로 형광물질의 감소 정도를 37℃에서 90분간(3분당 1회) 485 nm에서 전자가 여기되고 530 nm에서 방출되게 조절하여 측정하였다. 표준물질로 사용된 trolox의 농도를 0.
표준물질로 사용된 trolox의 농도를 0.625, 1.25, 2.5, 5 및 10 μM로 하여 측정하였고, 시료의 저해 능력은 trolox equivalents로 표현하고 시료의 the area under the curve(AUC)를 표준곡선(y=1.6676x+0.4446)에 의해 정량을 하였다.
희석된 ABTS·+용액 1 mL에 농도별로 제조된 시료 20 μL를 첨가한 뒤 30분 후 흡광도의 변화를 측정하였다.
대상 데이터
, LTD, Gangneung, Korea)으로부터 제공받아 사용하였다. 마우스 유래 3T3-L1 세포주는 American Type Culture Collection(ATCC, CL-173, Manassas, VA, USA)으로부터 분양 받아 사용하였다. 본 연구에 사용된 시약인 3-isobutyl-1-methylxanthine(IBMX), Oil Red O(ORO), dexamethasone(DEX), isopropanol, quercetion, ascorbic acid, gallic acid, 1,1-Diphenyl-2-picryl hydrazyl radical(DPPH), N-acetyl-L-cysteine(NAC), trichloroacetic acid(TCA), 2,2'-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt(ABTS), folin & ciocalteu’s phenol reagent, potassium ferricyanide, sodium carbonate, 2,4,6-tris(2-pyridyl)-s-triazine(TPTZ), potassium persulfate, 6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethlychroman-2-carboxylic acid(trolox), insulin, acetic acid, 2,2'-azobis(2-methylpropionamidine) dihychloride (AAPH), sodium nitrite(NaNO2) 등은 sigma(sigma-aldrich Co.
본 연구에 사용된 시약인 3-isobutyl-1-methylxanthine(IBMX), Oil Red O(ORO), dexamethasone(DEX), isopropanol, quercetion, ascorbic acid, gallic acid, 1,1-Diphenyl-2-picryl hydrazyl radical(DPPH), N-acetyl-L-cysteine(NAC), trichloroacetic acid(TCA), 2,2'-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt(ABTS), folin & ciocalteu’s phenol reagent, potassium ferricyanide, sodium carbonate, 2,4,6-tris(2-pyridyl)-s-triazine(TPTZ), potassium persulfate, 6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethlychroman-2-carboxylic acid(trolox), insulin, acetic acid, 2,2'-azobis(2-methylpropionamidine) dihychloride (AAPH), sodium nitrite(NaNO2) 등은 sigma(sigma-aldrich Co., St. Louis, MO, USA)로부터 구입하였고, dulbecco’s modified eagle’s medium(DMEM), bovine serum(BS), fetal bovine serum(FBS), phosphate-buffered saline(PBS), penicillin-streptomycin(P/S), 및 trypsin-EDTA는 Gibco(Gaithersburg, MD, USA)로부터 구입하였으며, fluorescein sodium salt는 Junsei(Tokyo, Japan)로부터 사용하였다.
실험에 사용된 소나무 껍질 추출물(PineXol®)은 강원도 지역에서 50년 이상 자란 적송으로부터 채집하였으며, Choi 등(13)의 방법에 따라 제조하였고, 뉴트라팜(Nutrapham Co., LTD, Gangneung, Korea)으로부터 제공받아 사용하였다.
특히, 본 실험에서는 PineXol®의 대조군으로써 높은 항산화 활성을 가지는 것으로 알려진 아스코르빈산을 사용하였는데 PineXol®의 경우 동일 농도(0.1 mg/mL)에서 아스코르빈산 보다 높은 항산화 활성을 나타내었다(Fig. 1A).
데이터처리
Statistical analysis was performed using the one-way ANOVA (p<0.05).
실험결과는 SAS(ver. 9.2, SAS Institute Inc., Cary, NC, USA)를 이용하여 one-way ANOVA 분석을 하였으며, 평균값의 통계적 유의성은 p<0.05 수준에서 검정하였다.
이론/모형
ABTS 라디칼 소거능 측정은 Roberta 등(19)의 방법으로 평가하였다. 7.
Effect of PineXol® on cell viability. Cell viability was measured by XTT assay. Each value is the mean±SD of the results from five different plates (n=5) and is representative of results from at least two different experiments.
아질산염 소거능은 Gray와 Dugan의 방법(22)에 의하여 측정하였다. 1 mM NaNO2 용액 1 mL에 시료 1 mL를 가하고 0.
성능/효과
4가지의 항산화 측정모델(DPPH, ABTS, FRAP, reducing power)을 통하여 PineXol®의 항산화 활성을 측정한 결과 PineXol®은 동일 농도에서 양성대조군으로 사용된 아스코르빈산보다 높은 항산화 활성을 가지는 것으로 생각된다.
PineXol® 0.1, 0.5 및 1.0 mg/mL의 아질산염 소거능은 각각 3.59±0.85, 38.32±1.04 및 55.39±0.52%로 나타났으며 농도별로 유의적으로 아질산염 소거능이 증가하였다(Fig. 3).
PineXol®은 3T3-L1 지방세포에서 세포독성을 나타내지 않았으며, 분화과정동안 50, 100 및 200 μg/mL의 농도에서의 지방축적량은 각각 66.85±5.87, 44.59±5.71 및 20.85±2.78%의 농도가 증가함에 따른 유의적인 억제효과를 보였다.
PineXol®의 DPPH radical 소거능은 0.01, 0.05, 0.1 및 0.5 mg/mL에서 각각 24.86±0.23, 46.27±1.30, 64.76±0.69 및 82.85±0.28%를 나타내었으며, 각 농도별로 유의적으로 DPPH radical 소거능이 증가하는 것으로 나타났다(Fig. 1A).
PineXol®의 FRAP activity는 0.01, 0.05, 0.1 및 0.5 mg/mL의 농도에서 각각 0.08, 0.15, 0.24 및 0.33의 값을 가지며 농도별로 유의적으로 증가하는 것으로 나타났다.
PineXol®의 총 페놀 및 플라보노이드 함량은 각각 717.40±6.86 GAE mg/g 및 54.44±0.01 RE mg/g으로 나타났다(Table 1).
또한 다양한 항산화 평가 모델(DPPH, ABTS, FRAP, 환원력)을 통하여 PineXol®의 항산화 활성을 측정한 결과, 농도가 증가함에 따라 항산화 활성이 유의적으로 증가하였으며, 대조군으로 사용한 동일한 농도의 아스코르빈산과 유사한 항산화 활성을 나타내었다.
음성 대조군(CON)에 비해 50, 100 및 200 μg/mL PineXol® 처리군에서 각각 66.85±5.87, 44.59±5.71 및 20.85±2.78%로 세포 내 지질축적량이 유의적으로 감소하였다.
특히, 대조군으로 사용되어진 0.1 mg/mL 아스코르빈산(4.83±2.53%)보다 PineXol® 0.05 mg/mL에서 더 높은 ABTS radical 소거능을 나타내었다.
후속연구
이상의 결과로부터, PineXol®은 항산화 활성 및 지방세포 분화억제 효능을 갖으며, 천연물 유래 항산화제로써 활용 가능성이 높은 것으로 기대된다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
지방 합성에 반드시 필요한 cofactor는 무엇인가?
3T3-L1 전지방세포는 지방세포로 분화하는 과정에서 세포내로 유입되는 포도당을 저장하기 위하여 지방 합성과 관련된 에너지대사 경로를 작동하게 된다. 특히, pentose phosphate pathway(PPP)는 지방 합성에 반드시 필요한 cofactor인 NADPH(nicotinamide adenine dinucleotide phosphate)를 제공해 주는 중요한 pathway이다. 이렇게 생성된 NADPH는 NADPH Oxidase(NOX)에 의하여 NADP+로 전환되며, 이때 세포내 superoxide를 생성하게 되어 세포내 ROS가 발생한다.
활성산소종을 제거하기 위해 사용되는 합성 항산화제에는 어떤 것들이 있는가?
이와 같은 현상으로 인해 생성되는 활성산소종(reactive oxygen species, ROS)은 불안정하고 반응성이 매우 높아서 고분자 단백질과 DNA의 변형 및 생체막을 손상시키며, 조직이나 기관들을 손상시켜 암과 같은 질병을 야기한다(2,3). ROS를 제거하기 위해서 과거에는 효과와 경제성이 뛰어난 합성 항산화제인 BHT(butylated hydroxytoluene) 및 BHA(butylated hydroxyanisole)가 많이 사용되어 왔으나, 최근 이러한 합성물들의 인체에 대한 독성과 안정성의 문제가 많이 알려지면서 법적으로 규제되고 있으며 그 사용이 점점 감소하고 있다(4,5). 이와 함께 안전성이 확보된 천연물을 이용한 새로운 천연 항산화제 개발에 관한 연구가 활발하게 진행되고 있다(6).
소나무 껍질은 어떤 형태의 폴리페놀 성분이 많이 함유되어 있는가?
소나무 껍질은 polyphenolic monomer, procyanidins, cinnamic acid 및 glycoside와 같은 polymer 형태의 폴리페놀 성분이 많이 함유되어 있어 높은 항산화 효과, 항비만, 항균활성, 항염증 활성 및 면역력 증진 등과 같은 다양한 생리활성 효과를 지닌다(10-12). 피크노제놀(pycnogenol)은 프랑스산 해송 껍질 추출물에서 추출한 플라보노이드 복합체로 monomer 형태의 페놀화합물인 catechin, epicatechin 및 taxifolin과 플라보노이드인 procyanidins 그리고 ρ-hydroxy benzoic, protocatechuic, gallic, vanillic, ρ-coumaric, caffeic, ferulic acids와 같은 다양한 페놀산을 함유하고 있어 항산화 효과가 매우 뛰어나다(13,14).
참고문헌 (36)
Gutteridge JMC, Halliwell B. Antioxidants In nutrition, Health, and Disease. Oxford University Press. London, UK. pp. 1-62 (1994)
Fridovich I. Superoxide dismutase. An adaption to a paramagnetic gas. J. Biol. Chem. 264: 7761-7764 (1989)
Lee OH, Lee BY, Lee J, Lee HB, Son JY, Park CS, Shetty K, Kim YC. Assessment of phenolics-enriched extract and fractions of olive leaves and their antioxidant activities. Bioresour. Technol. 100: 6107-6113 (2009)
Kim HK, Kwon YJ, Kim YE, Nahmgang B. Changes of total polyphenol content and antioxidant activity of aster scaber thunb extracts with different microwave assisted extraction conditions. Korean J. Food Preserv. 11: 88-95 (2004)
Kim TK, Shin HD, Lee YH. Stabilization of polyphenolic antioxidants using inclusion complexation with cyclodextrin and their utilization as the fresh-food preservative. Korean J. Food Sci. Technol. 35: 266-272 (2003)
Kalt W. Effects of production and processing factors on major fruit and vegetable antioxidant. J. Food Sci. 70: 11-19 (2006)
Lee OH, Kwon YI, Hong HD, Park CS, Lee BY, Kim YC. Production of reactive oxygen species and changes in antioxidant enzyme activites during differentiation of 3T3-L1 adipocyte. J. Korean Soc. Appl. Biol. Chem. 52: 70-75 (2009)
Furukawa S, Fujita T, Shimabukuro M, Iwaki M, Yamada Y, Nakajima Y, Nakayama O, Makishima M, Matsuda M, Shimomura I. Increased oxidative stress in obesity and its impact on metabolic syndrome. J. Clin. Invest. 114: 1752-1761 (2004)
Yamashita A, Soga Y, Iwamoto Y, Asano T, Li Y, Abiko Y, Nishimura F. DNA microarray analyses of genes expressed differentially in 3T3-L1 adipocytes co-cultured with murine macrophage cell line RAW264.7 in the presence of the toll-like receptor 4 ligand bacterial endotoxin. Int. J. Obesity 32: 1725-1729 (2008)
Grimm T, Schafer A, Hogger P. Antioxidant activity and inhibition of matrix metalloproteinases by metabolites of maritime pine bark extract (pycnogenol). Free Radical. Bio. Med. 36: 811-822 (2005)
Torras MA, Faura CA, Schonlau F, Rohdewald P. Antimicrobial activity of pycnogenol. Phytother. Res. 19: 647-648 (2005)
Rohdewald PA. Review of the French maritime pine bark extract (pycnogenol), a herbal medication with a diverse clinical pharmacology. Int. J. Clin. Pharm. Th. 40: 158-168 (2002)
Saliou C, Rimbach G, Moini H, McLaughlin L, Hosseini S, Lee J, Watson RR, Packer L. Solar ultraviolet-induced erythema in human skin and nuclear factor-kappa- $\beta$ -dependent gene expression in keratinocytes are modulated by a French maritime pine bark extract. Free Radical Bio. Med. 30: 154-160 (2002)
Hasegawa, N. Inhibition of lipogenesis by pycnogenol. Phytother. Res. 14: 472-473 (2002)
Choi JH, Choi MK, Han OT, Han SJ, Chung SJ, Shim CK, Kim DD. Evaluation of skin absorption of catechin from topical formulations containing Korea pine bark extract ( $PineXol^{(R)}$ ). J. Korean Pharm. Sci. 37: 359-364 (2007)
Sato M, Ramarathnam N, Suzuki Y, Ohkubo T, Takeuchi M, Ochi H. Varietal differences in the phenolic content and superoxide radical scavenging potential of wines from different sources. J. Agr. Food Chem. 44: 37-44 (1996)
Moreno MIN, Isla MIN, Sampietro AR, Vattuone MA. Comparison of the free radical scavenging activity of propolis from several region of Argentina. J. Ethnopharmacol. 71: 109-114 (2000)
Kim JH, Park JH, Park SD, Choi SY, Seong JH, Hoon KD. Preparation and antioxidant activity of health drink with extract powders from safflower (Carthamus tinctorius L.) seed. Korean J. Food Sci. Technol. 34: 617-624 (2002)
Roberta R, Nicoletta P, Anna P, Anath P, Min Y, Catherine RE. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radical Bio. Med. 26: 1231-1237 (1999)
Oyaizu M. Studies on products of the browning reaction. Antioxidative activities of browning reaction products prepared from glucosamine Jpn. J. Nutr. 44: 307-315 (1986)
Gutfinger T. Polyphenols in olive oils. J. Am. Oil. Chem. Soc. 58: 966-967 (1981)
Ou B, Hampsch-Woodill M, Prior RL. Development and validation of an improved oxygen radical absorbance capacity assay using fluorescein as the fluorescent probe. J. Agr. Food Chem. 49: 4619-4626 (2001)
Blumberg JM, Tzameli I, Astapova I, Lam FS, Flier JS, Hollenberg AN. Complex role of the vitamin D receptor and its ligand in adipogenesis in 3T3-L1 cells. J. Biol. Chem. 28: 11205-11213 (2006)
Cho YJ, Ju IS, Kim BC, Lee WS, Kim MJ, Lee BG, An BJ, Kim JH, Kwon OJ. Biological activity of omija (Schizandra chinensis Baillon) extracts. J. Korean Soc. Appl. Biol. Chem. 50: 198-203 (2007)
Shin DB, Lee DW, Yang R, Kim JA. Antioxidative properties and flavonoids contents of matured Citrus peel extracts. Food Sci. Biotechnol. 15: 357-362 (2006)
Li H, Choi YM, Lee JS, Park JS, Yeon KS, Han CD. Drying and antioxidant characteristics of the shiitake (Lentinus edodes) mushroom in a conveyer-type far-infrared dryer. J. Korean Soc. Food. Sci. Nutr. 36: 250-254 (2007)
Jeong JW, Lee YC, Jung SW, Lee KM. Flavor components of citron juice as affected by the extraction method. Korean J. Food Sci. Technol. 26: 709-712 (1994)
Prior RL, Hoang H, Gu L, Wu X, Bacchiocca M, Howard L, Hampsch-Woodill M, Huang D, Ou B, Jacob R. Assays for hydrophilic and lipophilic antioxidant capacity (oxygen radical absorbance capacity (ORACFL) of plasma and other biological and food samples. J. Agr. Food Chem. 51: 3273-3279 (2003)
Park JH, Park HM, Kang SJ, Kang EJ, Lee DH, Kim DI. Originals: Quality characteristics and granule manufacture of mulberry and blueberry fruit extracts. Korean J. Food Cookery Sci. 28: 375-382 (2012)
Woo SJ, Lee HJ. Residual nitrite and nitrate in home processed dry sausage and ham. Korean J. Nutr. Soc. 15: 186-193 (1982)
Park CS, Kwon CJ, Choi MA, Park GS, Choi KH. Antioxidant and nitrite scevenging of mugwort and pine needle extracts. Korean J. Food Preserv. 9: 248-252 (2002)
Lee OH, Seo MJ, Choi HS, Lee BY. Pycnogenol inhibits lipid accumulation in 3T3-L1 adipocytes with the modulation of reactive oxygen species (ROS) production associated with antioxidant enzyme responses. Phytother. Res. 3: 403-411 (2012)
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.