국화 화색 돌연변이 품종 'ARTI-purple' 및 'ARTI-queen' 꽃잎 조직의 재분화와 신초형성에 미치는 식물생장호르몬의 영향 The Effects of Plant Growth Regulators on Plant Regeneration and Direct Shoots Formation of Petal Explants of Chrysanthemum Flower Color Mutants Varieties, 'ARTI-purple' and 'ARTI-queen'원문보기
국화는 전 세계적으로 가장 대중적인 화훼류 중의 하나로써, 최근 새로운 국화 품종들이 돌연변이육종을 통해 개발되고 있다. 그러나 현재까지 하나의 국화 원품종에서 유래한 돌연변이 품종들 간의 조직배양 조건 차이에 대한 보고는 전무하다. 따라서 본 연구에서는 2개의 국화 화색 돌연변이 품종 'ARTI-purple'과 'ARTI-queen'의 효율적인 재분화 조건을 비교하기 위해 수행되었다. 실험재료로 꽃봉오리 시기와 통상화 개화 이전 시기의 꽃잎을 이용하였고, 꽃의 조직에 따른 차이를 확인하기 위해 통상화 및 설상화를 구분하여 실험을 수행하였다. 국화 재분화를 위한 식물생장호르몬의 적정 조합을 찾기 위해 3% sucrose, 0.3% gelrite를 포함한 MS 배지에 BA, NAA, IAA 중 2가지 호르몬을 조합별로 첨가하여 실험을 수행하였다. 절편체는 일장 16시간, 온도 $25{\pm}1^{\circ}C$ 조건으로 배양하였으며, 재분화율 조사는 배양 후 4주 및 8주차에 실시하였다. 결과적으로, 가장 높은 재분화율은 두 품종 모두 최적 NAA와 BA의 호르몬 조합에서 꽃봉오리 시기의 통상화를 사용할 시 가장 높게 확인되었다. 재분화를 위한 식물생장호르몬의 최적 조합은 'ARTI-purple'의 경우 NAA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$와 BA $0.5mg{\cdot}L^{-1}$로 47.9%의 재분화 효율을 보였으며, 'ARTI-queen'의 경우 NAA $2.0mg{\cdot}L^{-1}$와 BA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$로 25.6%의 재분화 효율을 나타내었다. 재분화된 지상부는 1/2 MS배지에서 발근시켰으며, 기내 소식물체는 유리온실에서 성공적으로 순화되었다. 본 연구결과는 감마선을 사용한 돌연변이육종법에 의해 개발된 다양한 국화품종의 효율적인 재분화 시스템을 구축하는데 유용한 정보를 제공할 것이다.
국화는 전 세계적으로 가장 대중적인 화훼류 중의 하나로써, 최근 새로운 국화 품종들이 돌연변이육종을 통해 개발되고 있다. 그러나 현재까지 하나의 국화 원품종에서 유래한 돌연변이 품종들 간의 조직배양 조건 차이에 대한 보고는 전무하다. 따라서 본 연구에서는 2개의 국화 화색 돌연변이 품종 'ARTI-purple'과 'ARTI-queen'의 효율적인 재분화 조건을 비교하기 위해 수행되었다. 실험재료로 꽃봉오리 시기와 통상화 개화 이전 시기의 꽃잎을 이용하였고, 꽃의 조직에 따른 차이를 확인하기 위해 통상화 및 설상화를 구분하여 실험을 수행하였다. 국화 재분화를 위한 식물생장호르몬의 적정 조합을 찾기 위해 3% sucrose, 0.3% gelrite를 포함한 MS 배지에 BA, NAA, IAA 중 2가지 호르몬을 조합별로 첨가하여 실험을 수행하였다. 절편체는 일장 16시간, 온도 $25{\pm}1^{\circ}C$ 조건으로 배양하였으며, 재분화율 조사는 배양 후 4주 및 8주차에 실시하였다. 결과적으로, 가장 높은 재분화율은 두 품종 모두 최적 NAA와 BA의 호르몬 조합에서 꽃봉오리 시기의 통상화를 사용할 시 가장 높게 확인되었다. 재분화를 위한 식물생장호르몬의 최적 조합은 'ARTI-purple'의 경우 NAA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$와 BA $0.5mg{\cdot}L^{-1}$로 47.9%의 재분화 효율을 보였으며, 'ARTI-queen'의 경우 NAA $2.0mg{\cdot}L^{-1}$와 BA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$로 25.6%의 재분화 효율을 나타내었다. 재분화된 지상부는 1/2 MS배지에서 발근시켰으며, 기내 소식물체는 유리온실에서 성공적으로 순화되었다. 본 연구결과는 감마선을 사용한 돌연변이육종법에 의해 개발된 다양한 국화품종의 효율적인 재분화 시스템을 구축하는데 유용한 정보를 제공할 것이다.
Chrysanthemum is one of the most popular ornamental plants worldwide. Recently, lots of new and novel chrysanthemum varieties have been developed using mutagenesis. However, there was no study for comparison of tissue culture condition among the mutant varieties derived from one original variety, un...
Chrysanthemum is one of the most popular ornamental plants worldwide. Recently, lots of new and novel chrysanthemum varieties have been developed using mutagenesis. However, there was no study for comparison of tissue culture condition among the mutant varieties derived from one original variety, until now. This study was conducted to compare the efficient regeneration condition of the two chrysanthemum mutant varieties, 'ARTI-purple' and 'ARTI-queen'. Two different flower parts (disk and ray florets) at the unopened and early blooming stages were used for comparison of regeneration condition on MS medium supplemented with combinations of three growth regulators (BA, NAA, and IAA). The highest regeneration rate was identified on the NAA and BA combination when the disk florets at unopened blooming stage are used. The best optimum combinations of growth regulators were identified as NAA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$ and BA $0.5mg{\cdot}L^{-1}$ at 'ARTI-purple', which displayed 47.9% regeneration. However, regeneration of 'ARTI-queen' was the highest as 25.6% at NAA $2.0mg{\cdot}L^{-1}$ and BA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$. There results indicate that there is a difference for the optimum regeneration condition between the mutant varieties derived from one original variety. These results will be useful for construction of efficient regeneration system of diverse chrysanthemum mutants developed by mutation breeding.
Chrysanthemum is one of the most popular ornamental plants worldwide. Recently, lots of new and novel chrysanthemum varieties have been developed using mutagenesis. However, there was no study for comparison of tissue culture condition among the mutant varieties derived from one original variety, until now. This study was conducted to compare the efficient regeneration condition of the two chrysanthemum mutant varieties, 'ARTI-purple' and 'ARTI-queen'. Two different flower parts (disk and ray florets) at the unopened and early blooming stages were used for comparison of regeneration condition on MS medium supplemented with combinations of three growth regulators (BA, NAA, and IAA). The highest regeneration rate was identified on the NAA and BA combination when the disk florets at unopened blooming stage are used. The best optimum combinations of growth regulators were identified as NAA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$ and BA $0.5mg{\cdot}L^{-1}$ at 'ARTI-purple', which displayed 47.9% regeneration. However, regeneration of 'ARTI-queen' was the highest as 25.6% at NAA $2.0mg{\cdot}L^{-1}$ and BA $1.0mg{\cdot}L^{-1}$. There results indicate that there is a difference for the optimum regeneration condition between the mutant varieties derived from one original variety. These results will be useful for construction of efficient regeneration system of diverse chrysanthemum mutants developed by mutation breeding.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
따라서 본 연구는 국화 ‘Argus’에서 유래한 화색변이 품종 ‘ARTI-purple’과 ‘ARTI-queen’의 최적 꽃잎배양조건을 탐색하고 품종 간의 차이 유무를 검증하기 위해 수행되었다.
제안 방법
국화 ‘ARTI-purple’ 및 ‘ARTI-queen’의 꽃잎 절편체로부터 재분화를 유도하기 위해 IAA와 BA를 혼합하여 농도별로 처리하여 배양한 후 4주와 8주 후에 각각 재분화율을 조사하였다.
기내 배양 조건은 온도 25 ± 1°C, 일장주기 16/8시간(명/암), 광도 27μmol-2・s-1 형광조명을 유지해 주면서 실험을 수행하였다.
다른 식물호르몬 조합을 사용하여 국화 두 품종의 꽃잎 절편체로부터 재분화를 유도하기 위해 NAA와 BA를 혼합하여 농도 별로 처리하여 배양한 후 4주와 8주 후에 각각 재분화율을 조사하였다. 그 결과 두 품종의 S1, S2 단계 설상화, 통상화 모두 IAA, BA 혼합 처리 시와 유사하게 배양 4주에는 높은 재분화 초기반응률을 보였으나, 8주에는 큰 차이를 보였다.
0mg・L-1 농도로 첨가되었다. 또한 배지는 직경 100mm 높이 15mm 일회용 petri-dish에 40mL씩 분주하였으며, 꽃잎은 petri-dish당 16개씩 3반복으로 수행하여 8주간 배양하였다. 배양 4주마다 재분화율을 조사하였고, Duncan 다중검정법을 이용하여 통계적 유의성을 검정하였다.
배지 조성은 MS(Murashige and Skoog, 1962) 기본배지에 3% sucrose 및 0.3% gelrite, 식물생장호르몬을 혼용하였으며, pH는 5.8로 조정하였다. 식물생장호르몬이 국화 재분화에 미치는 영향을 알아보기 위해 auxin 계열인 NAA, IAA와 cytokinin 계열인 BA를 혼용으로 처리하였고, 각각 0.
식물생장호르몬이 국화 재분화에 미치는 영향을 알아보기 위해 auxin 계열인 NAA, IAA와 cytokinin 계열인 BA를 혼용으로 처리하였고, 각각 0.5-2.0mg・L-1 농도로 첨가되었다.
세척된 조직은 멸균된 필터페이퍼를 이용하여 물기를 완전히 제거한 후 꽃잎의 아래쪽을 배지에 밀착시켜 치상하였다. 적절한 배양 부위를 정하기 위하여 배양재료는 꽃잎의 설상화와 통상화를 구분하였고, 개화시기는 꽃봉오리 시기(S1 단계)와 통상화 개화이전 시기(S2 단계)로 구분하여 사용하였다(Fig. 1).
대상 데이터
3) 확인되었다(Table 2). 본 실험에서 8주간 배양한 후에 재분화된 신초는 1/2 MS 배지로 옮겨 신초의 신장과 발근을 유도하였고(Fig. 2E), 성공적으로 발근된 소식물체는 인공토양(Vermiculite: Perlite = 1:1)이 들어 있는 분에 정식하여 온실에서 순화처리하여 정상적인 식물체를 획득할 수 있었다(Fig. 2F). 결론적으로 ‘ARTI-purple’, ‘ARTI-queen’ 모두 꽃잎 배양에는 S1 단계의 통상화를 NAA, BA를 혼용하여 사용하는 것이 재분화에 유리한 것으로 판단되며, 비록 두 품종이 동일한 ‘Argus’에서 유래되었으나, 최적 재분화 조건에는 다소 차이가 있음을 확인할 수 있었다.
한국원자력연구원 첨단방사선연구소 시험포장에 재배중인 스프레이 국화 화색 돌연변이 품종인 ‘ARTI-purple’과 ‘ARTI-queen’의 꽃잎을 채취하여 흐르는 수돗물에 깨끗하게 수세한 다음 증류수로 1차 세척을 하였다.
데이터처리
또한 배지는 직경 100mm 높이 15mm 일회용 petri-dish에 40mL씩 분주하였으며, 꽃잎은 petri-dish당 16개씩 3반복으로 수행하여 8주간 배양하였다. 배양 4주마다 재분화율을 조사하였고, Duncan 다중검정법을 이용하여 통계적 유의성을 검정하였다. 기내 배양 조건은 온도 25 ± 1°C, 일장주기 16/8시간(명/암), 광도 27μmol-2・s-1 형광조명을 유지해 주면서 실험을 수행하였다.
성능/효과
IAA와 BA 혼합처리에서 정상적인 식물체가 유기되는 가장 높은 재분화율은 ‘ARTI-queen’의 S1 단계 통상화를 배양하였을 때 IAA 1.0mg・L-1, BA 1.0mg・L-1 조합에서 6.3%로 확인되었으나 적정 재분화 조건은 아닌 것으로 판단된다(Table 1).
개화시기에 따른 배양조건의 재분화율을 비교한 결과 최적 NAA, BA 호르몬 조합에서 ‘ARTI-purple’의 경우 S1 단계가 S2 단계에 비해 최대 3배 정도의 재분화율 차이(47.9:16.7)를 보이고 있으며, ‘ARTI-queen’의 경우 S1 단계가 S2 단계에 비해 다소 높은 것으로(25.6:18.8) 확인되었다(Table 2).
결론적으로 ‘ARTI-purple’, ‘ARTI-queen’ 모두 꽃잎 배양에는 S1 단계의 통상화를 NAA, BA를 혼용하여 사용하는 것이 재분화에 유리한 것으로 판단되며, 비록 두 품종이 동일한 ‘Argus’에서 유래되었으나, 최적 재분화 조건에는 다소 차이가 있음을 확인할 수 있었다.
국화 ‘ARTI-purple’, ‘ARTI-queen’ 두 품종의 개화시기에 따른 재분화율을 비교한 결과 각각의 호르몬 조건에서 S1 단계의 조직이 S2 단계에 비해 상대적으로 더 높은 재분화율을 보였고, S2 단계의 설상화의 경우 상대적으로 낮게 확인되었다.
그 결과 ‘ARTI-purple’의 경우 설상화, 통상화 모두 개화시기 S1, S2 단계에서 배양 4주에는 높은 재분화 초기반응률을 보였으나, 8주 후에는 대부분 고사하였다(Table 1).
다른 식물호르몬 조합을 사용하여 국화 두 품종의 꽃잎 절편체로부터 재분화를 유도하기 위해 NAA와 BA를 혼합하여 농도 별로 처리하여 배양한 후 4주와 8주 후에 각각 재분화율을 조사하였다. 그 결과 두 품종의 S1, S2 단계 설상화, 통상화 모두 IAA, BA 혼합 처리 시와 유사하게 배양 4주에는 높은 재분화 초기반응률을 보였으나, 8주에는 큰 차이를 보였다. 배양 후 8주에 ‘ARTI-purple’의 경우 개화시기 S1 단계의 통상화 및 설상화 모두 NAA 1.
그러나 본 연구 결과에서는 IAA와 BA를 혼합한 호르몬을 처리하였을 때 4주까지는 비교적 높은 재분화 초기반응률을 보였지만, 8주 후에는 대부분 고사하여 ‘ARTI-purple’과 ‘ARTI-queen’의 경우 IAA와 BA 혼합조합은 재분화 조건에 적합하지 않은 것으로 판단된다.
꽃잎의 조직(설상화, 통상화)에 따른 재분화율을 비교한 결과 최적 NAA, BA 호르몬 조합에서 ‘ARTI-purple’의 경우 통상화가 설상화에 비해 2배 이상의 재분화율 차이(47.9:23.5)를 보이고 있으며, ‘ARTI-queen’의 경우 통상화가 설상화에 비해 다소 높은 것으로(25.6:21.3) 확인되었다(Table 2).
따라서 본 연구에서는 ‘ARTIpurple’ 의 경우 개화시기 S1 단계에서 NAA 1.0mg・L-1과 BA 0.5mg・L-1의 혼용처리를 하였을 때 가장 높은 재분화율을 보이는 것을 확인할 수 있었으며, ‘ARTI-queen’의 경우에도 개화시기 S1 단계에서 NAA 2.0mg・L-1과 BA 1.0mg・L-1의 혼용처리 시 가장 좋은 재분화율을 확인할 수 있었다.
배양 후 8주에 ‘ARTI-purple’의 경우 개화시기 S1 단계의 통상화 및 설상화 모두 NAA 1.0mg・L-1, BA0.5mg・L-1 혼합 처리구에서 각각 47.9%와 23.5%로 가장 높은 재분화율을 보였다(Table 2).
본 연구 결과를 통해 원품종인 ‘Argus’와 유래 돌연변이 품종 ‘ARTI-purple’과 ‘ARTI-queen’ 모두 IAA와 BA의 혼합조합은 재분화 조건으로 적합하지 않은 것으로 판단된다.
후속연구
결론적으로 ‘ARTI-purple’, ‘ARTI-queen’ 모두 꽃잎 배양에는 S1 단계의 통상화를 NAA, BA를 혼용하여 사용하는 것이 재분화에 유리한 것으로 판단되며, 비록 두 품종이 동일한 ‘Argus’에서 유래되었으나, 최적 재분화 조건에는 다소 차이가 있음을 확인할 수 있었다. 이는 국화 방사선 돌연변이 육종 시 최초 변이체 선발 및 변이체 고정에 중요한 정보를 제공할 것으로 기대된다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
국화의 조직배양에 대해 어떠한 연구가 이루어졌는가?
국화의 조직배양은 잎(Himstedt et al., 2001), 꽃자루 또는 꽃(Mandal and Datta, 2005; Petty et al., 2003), 원형질체(Malaure et al., 1989; Sauvadet et al., 1990), 정아(Waseem et al., 2009; Zalewska et al., 2007)와 줄기(Annadana et al., 2000; Himstedt et al., 2001; Jevremović and Radojević, 2004; Park et al., 2007a) 등 다양한 조직들에 대한 연구가 이루어졌다. 또한 조직배양 시 사용되는 식물생장호르몬은 사용한 품종과 조직에 따라 상당한 차이를 보이고 있다 (Hoque et al.
국화는 어떠한 작물로 많이 이용되는가?
국화는 세계 시장에서 화훼작물 중 장미 다음으로 중요한 부분을 차지하고 있으며, 절화 및 분화 작물로 많이 이용되고 있다(Jaime and Silva, 2003; Kumar et al., 2006;).
국화의 방사선 돌연변이 육종은 어떠한 형태로 발생하는가?
국화의 방사선 돌연변이 육종은 삽수나 어린 식물체에 방사선을 조사하여 방사선 처리당대인 M1 세대에서 변이체의 선발을 하게 된다. 이러한 돌연변이체의 발생은 고정된 형태의 돌연변이체(solid type)가 발생하기도 하지만 적지 않게 꽃의 일부에서 돌연변이가 발생하는 주연구분 키메라 (mericlinal chimera)나 구분 키메라(sectorial chimera)가 발생하기도 한다. 이러한 키메라 돌연변이체의 경우 삽목을 하게되면 다음 세대에서 분리가 일어나거나 변이가 소실될 수 있기 때문에 꽃잎배양법을 통해 돌연변이체를 고정된 계통으로 육성한다.
참고문헌 (30)
Annadana, S., W. Rademaker, M. Ramanna, M. Udayakumar, and J. de Jong. 2000. Response of stem explants to screening and explant source as a basis for methodical advancing of regeneration protocols for chrysanthemum. Plant Cell Tissue Organ Cult. 62:47-55.
Broertjes, C. 1966. Mutation breeding of chrysanthemums. Euphytica 15:156-162.
Chakrabarty, D., A.K.A. Mandal, and S.K. Datta. 2000. SEM and light microscopic studies on direct shoot regeneration from ray florets of chrysanthemum. Isr. J. Plant Sci. 48:105-107.
Datta, S.K., D. Chakrabarty, and A.K.A. Mandal. 2001. Gamma ray-induced genetic manipulations in flower colour and shape in Dendranthema grandiflorum and their management through tissue culture. Plant Breed. 120:91-92.
Gilissen, L.J.W., M.J. van Staveren, J.C. Hakkert, and M.J.M. Smulders. 1996. Competence for regeneration during tobacco internodal development: Involvement of plant age, cell elongation stage, and degree of polysomaty. Plant Physiol. 111:1243-1250.
Han, B.H., S.Y. Lee, and B.M. Park. 2009. Comparison of chrysanthemum cultivars based on direct shoot regeneration rates in tissue culture. J. Plant Biotechnol. 36:275-280.
Himstedt, J.P., H.J. Jacobsen, and G. Fisher-Kluver. 2001. Shoot regeneration from stem and leaf explants of chrysanthemum (Dendranthema x grandiflorum). Acta Hortic. 560:421-424.
Hoque, M.I., M.T. Jahan, and R.H. Sarker. 1998. In vitro shoot regeneration and ex vitro rooting in Chrysanthemum morifolium Ramat. Plant Tissue Cult. 8:157-164.
Jaime, A. and T. da Silva. 2003. Chrysanthemum: Advances in tissue culture, cryopreservation, postharvest technology, genetics and transgenic biotechnology. Biotechnol. Adv. 21:751-766.
Jeong, J.H., D. Chakrabarty, S.J. Kim, and K.Y. Paek. 2002. Transformation of chrysanthemum (Dendranthema grandiflorum Kitamura cv. Cheonsu) by constitutive expression of rice OsMADS1 gene. J. Kor. Soc. Hort. Sci. 43:382-386.
Jevremovi?, S. and L.J. Radojevic. 2004. Mass production of different chrysanthemum (Chrysanthemum morifolium) cultivars by culture in vitro. J. Sci. Agric. Res. 65:47-54.
Kang, C.H., S.J. Yun, B.S. Han, G.J. Lee, K.H. Choi, J.S. Park, and Y.K. Shin. 2011. Development of salt-tolerant transgenic chrysanthemum (Dendranthema grandiflorum) lines and bioassay with a change of cell specificity. J. Plant Biotechnol. 38:1-8.
Kumar, B., S. Kumar, and M. Thakur. 2012. In vitro mutation induction and selection of chrysanthemum (Dendranthema grandiflora Tzelev) lines with improved resistance to Septoria Obesa Syd. Int. J. Plant Res. 2:103-107.
Kumar, S., K.V. Prasad, and M.L. Choudhary. 2006. Detection of genetic variability among chrysanthemum radiomutants using RAPD markers. Current Sci. 90:1108-1113.
Lu, C., I.K. Vasil, and P. Ozias-Akins. 1982. Somatic embryogenesis in Zea mays L. Theor. Appl. Genet. 62:109-112.
Nahid, J.S., S. Shyamali, and H. Kazumi. 2007. High frequency shoot regeneration from petal explants of Chrysanthemum morifolium Romat. in vitro. Pak. J. Biol. Sci. 10:3356-3361.
Park, I.S., G.J. Lee, D.S. Kim, S.J. Chung, J.B. Kim, H.S. Song, D.H. Goo, and S.Y. Kang. 2007a. Mutation breeding of a spray chrysanthemum 'Argus' by gamma-ray irradiation and tissue culture. Flower Res. J. 15:52-57.
Park, S.H., G.H. Kim, and B.R. Jeong. 2007b. Adventitious shoot regeneration from cultured petal explants of chrysanthemum. Hort. Environ. Biotechnol. 48:387-392.
Petty, L.M., N.P. Harberd, I.A. Carre, B. Thomas, and S.D. Jackson. 2003. Expression of the Arabidopsis gai gene under its own promoter causes a reduction in plant height in chrysanthemum by attenuation of the gibberellin response. Plant Sci. 164:175-182.
Sauvadet, M.A., P. Brochard, and J. Boccon-Gibod. 1990. A protoplast-to-plant system in chrysanthemum: Differential responses among several commercial clones. Plant Cell Rep. 8:692-695.
Seiichi, F., J. de Jong, and W. Rademaker. 1995. Efficient genetic transformation of chrysanthemum (Dendranthema grandiflorum (Ramat.) Kitamura) using stem segments. Breed. Sci. 45:179-184.
Song, J.Y., N.S. Mattson, and B.R. Jeong. 2011. Efficiency of shoot regeneration from leaf, stem, petiole and petal explants of six cultivars of Chrysanthemum morifolium. Plant Cell Tiss Organ Cult. 107:295-304.
Tanaka, K., Y. Kanno, S. Kudo, and M. Suzuki. 2000. Somatic embryogenesis and plant regeneration in chrysanthemum (Dendranthema grandiflorum (Ramat.) Kitamura). Plant Cell Rep. 19:946-953.
Tripepi, R.R. 1997. Adventitious shoot regeneration, p. 45-71. In: R.L. Geneve, J.E. Preece, and S.A. Merkle (eds.). Biotechnology of ornamental plants. CAB International, Wallingford, U.K.
Waseem, K., M.S. Jilani, and M.S. Khan. 2009. Rapid plant regeneration of chrysanthemum (Chrysanthemum morifolium L.) through shoot tip culture. Afr. J. Biotechnol. 8:1871-1877.
Yamaguchi, H., A. Shimizu, K. Degi, and T. Morishita. 2008. Effects of dose and dose rate of gamma ray irradiation on mutation induction and nuclear DNA content in chrysanthemum. Breed. Sci. 58:331-335.
Zalewska, M., J. Lema-Rumi?ska, and N. Miler. 2007. In vitro propagation using adventitious buds technique as a source of new variability in chrysanthemum. Sci. Hortic. 113:70-73.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.