퍼클로레이트(ClO4−)는 지표수 및 토양/지하수에서 검출되는 신규 오염물이다. 이전 연구에서 저렴한 원소 황(elemental sulfur, S0) 입자와 쉽게 구할 수 있는 활성슬러지를 이용하여 독립영양방식으로 ClO4−를 제거할 수 있다는 실험적 증거가 제시되었다. 또한 식종균으로서 농화배양 미생물을 사용했을 때 활성슬러지보다 제거효율과 시간면에서 우수한 결과를 나타내었다. 그래서 본 연구에서는 황을 산화하여 독립영양방식으로 ClO4−를 분해하는 농화배양 미생물 군집을 PCR-DGGE로 분석하였다. 이 농화배양 미생물은 초기농도가 약 120 mg ClO4−/l 일 때 7일 후 99.71% 이상의 ClO4- 제거 효율을 나타내었다. 농화배양 미생물과 그것의 식종균으로 부터 genomic DNA를 추출하여 16S rRNA 유전자의 PCR-DGGE 분석에 사용하였다. PCR-DGGE 분석결과 농화배양 미생물과 식종균 시료들이 다른 밴드패턴을 나타냄에 따라 이 두 시료의 군집조성이 다름을 확인하였다. 이는 농화배양되는 동안 식종된 미생물이 그 환경에 잘 생장하는 미생물로 군집조성이 변화한 것으로 여겨진다. 농화배양 미생물군집에는 β-Proteobacteria, Bacteroidetes, 그리고 Spirochaetes 강에 속하는 개체군들이 우점하는 것으로 나타났다. 향후 이 우점 개체군들의 순수분리와 더불어 황 산화를 통한 ClO4− 분해 환경에서 이들의 대사적 역할을 규명할 필요가 있다.
퍼클로레이트(ClO4−)는 지표수 및 토양/지하수에서 검출되는 신규 오염물이다. 이전 연구에서 저렴한 원소 황(elemental sulfur, S0) 입자와 쉽게 구할 수 있는 활성슬러지를 이용하여 독립영양방식으로 ClO4−를 제거할 수 있다는 실험적 증거가 제시되었다. 또한 식종균으로서 농화배양 미생물을 사용했을 때 활성슬러지보다 제거효율과 시간면에서 우수한 결과를 나타내었다. 그래서 본 연구에서는 황을 산화하여 독립영양방식으로 ClO4−를 분해하는 농화배양 미생물 군집을 PCR-DGGE로 분석하였다. 이 농화배양 미생물은 초기농도가 약 120 mg ClO4−/l 일 때 7일 후 99.71% 이상의 ClO4- 제거 효율을 나타내었다. 농화배양 미생물과 그것의 식종균으로 부터 genomic DNA를 추출하여 16S rRNA 유전자의 PCR-DGGE 분석에 사용하였다. PCR-DGGE 분석결과 농화배양 미생물과 식종균 시료들이 다른 밴드패턴을 나타냄에 따라 이 두 시료의 군집조성이 다름을 확인하였다. 이는 농화배양되는 동안 식종된 미생물이 그 환경에 잘 생장하는 미생물로 군집조성이 변화한 것으로 여겨진다. 농화배양 미생물군집에는 β-Proteobacteria, Bacteroidetes, 그리고 Spirochaetes 강에 속하는 개체군들이 우점하는 것으로 나타났다. 향후 이 우점 개체군들의 순수분리와 더불어 황 산화를 통한 ClO4− 분해 환경에서 이들의 대사적 역할을 규명할 필요가 있다.
Perchlorate (ClO4−) is an emerging pollutant detected in surface water, soil, and groundwater. Previous studies provided experimental evidence of autotrophic ClO4− removal with elemental sulfur (S0) particles and activated sludge, which are inexpensive and easily available, respectivel...
Perchlorate (ClO4−) is an emerging pollutant detected in surface water, soil, and groundwater. Previous studies provided experimental evidence of autotrophic ClO4− removal with elemental sulfur (S0) particles and activated sludge, which are inexpensive and easily available, respectively. In addition, ClO4− removal efficiency was shown to increase when an enrichment culture was used as an inoculum instead of activated sludge. PCR-DGGE was employed in the present study to investigate the microbial community in the enrichment culture that removed ClO4− autotrophically. Microorganisms in the enrichment culture showed 99.71% or more ClO4− removal efficiency after a 7-day incubation when the initial concentration was approximately 120 mg ClO4−/l. Genomic DNA was isolated from the enriched culture and its inoculum (activated sludge), and used for PCR-DGGE analysis of 16S rRNA genes. Microbial compositions of the enrichment culture and the activated sludge were different, as determined by their different DGGE profiles. The difference in DGGE banding patterns suggests that environmental conditions of the enrichment culture caused a change in the microbial community composition of the inoculated activated sludge. Dominant DGGE bands in the enrichment culture sample were affiliated with the classes β-Proteobacteria, Bacteroidetes, and Spirochaetes. Further investigation is warranted to reveal the metabolic roles of the dominant populations in the ClO4− degradation process, along with their isolation.
Perchlorate (ClO4−) is an emerging pollutant detected in surface water, soil, and groundwater. Previous studies provided experimental evidence of autotrophic ClO4− removal with elemental sulfur (S0) particles and activated sludge, which are inexpensive and easily available, respectively. In addition, ClO4− removal efficiency was shown to increase when an enrichment culture was used as an inoculum instead of activated sludge. PCR-DGGE was employed in the present study to investigate the microbial community in the enrichment culture that removed ClO4− autotrophically. Microorganisms in the enrichment culture showed 99.71% or more ClO4− removal efficiency after a 7-day incubation when the initial concentration was approximately 120 mg ClO4−/l. Genomic DNA was isolated from the enriched culture and its inoculum (activated sludge), and used for PCR-DGGE analysis of 16S rRNA genes. Microbial compositions of the enrichment culture and the activated sludge were different, as determined by their different DGGE profiles. The difference in DGGE banding patterns suggests that environmental conditions of the enrichment culture caused a change in the microbial community composition of the inoculated activated sludge. Dominant DGGE bands in the enrichment culture sample were affiliated with the classes β-Proteobacteria, Bacteroidetes, and Spirochaetes. Further investigation is warranted to reveal the metabolic roles of the dominant populations in the ClO4− degradation process, along with their isolation.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
이전 연구[7]를 통해 실제로 황 입자표면에 형성된 생물막을 SEM을 이용하여 관찰하였다. 본 연구에서는 이 생물막 미생물의 군집조성을 파악하고자 PCR-DGGE를 실시하였다. 식종균으로 이용한 활성슬러지와 황을 전자공여체로 이용하는 농화배양 미생물의 16S rRNA유전자를 PCR로 각각 증폭하고 그 증폭 산물을 DGGE로 분석하였다.
제안 방법
DGGE 결과(Fig. 2) 활성슬러지 미생물 군집에 비해 농화배양 미생물 군집에서 구별되는 진한 bands a - f를 잘라낸 후 PCR로 증폭하여 염기서열 분석을 실시하였다. 확보된 염기서열은 BLASTN 분석을 통해 염기서열이 가장 비슷한 것을 검색하였다.
식종균으로 이용한 활성슬러지와 황을 전자공여체로 이용하는 농화배양 미생물의 16S rRNA유전자를 PCR로 각각 증폭하고 그 증폭 산물을 DGGE로 분석하였다. DGGE 결과로 나타나는 band 패턴을 비교함으로써 시료 내 미생물 군집을 비교하고 우점종을 파악하였다.
DGGE는 문헌[1]에 기술된 것과 같이 실시하였다. Denaturing gele 10% (w/v) polyacrylamide gel (acryla- mide: N, N-methylenebisacylamide, 37.5:1)에 변성제로서 formamide와 urea를 첨가하여 40%에서 60%까지 농도구배가 형성되도록 제작하였다. 이 농도구배 gel에 PCR 산물을 load- ing한 후 TAE buffer (40 mM Tris, 20 mM acetic acid, 1 mM EDTA, pH 8.
PCR 반응은 Prime Taq Premix (GENET BIO, Korea)를 이용하였고 touchdown PCR을 수행하였다. Annealing 온도를 초기 65℃로 한 후 55℃가 될 때까지 한 cycle마다 0.
31+)을 이용하여 NCBI에 등록된 가장 유사한 염기서열을 찾는데 사용하였다[2]. 검색 결과를 토대로 하여 유연 미생물들의 16S rRNA 유전자 염기서열을 수집한 후 Clustal W program를 사용하여 multiple alignment를 실시하였다[12]. Multiple alignment의 결과를 MEGA 6.
염기서열을 결정하는데 사용하였다. 결정된 염기서열 정보는 GenBank database에 등록하였고, BLASTN (ver- sion 2.2.31+)을 이용하여 NCBI에 등록된 가장 유사한 염기서열을 찾는데 사용하였다[2]. 검색 결과를 토대로 하여 유연 미생물들의 16S rRNA 유전자 염기서열을 수집한 후 Clustal W program를 사용하여 multiple alignment를 실시하였다[12].
그래서 본 연구에서는 ClO4 - 분해를 최적화하기 위해 농화배양 미생물의 군집조성에 대한 정보를 제공하고자 PCR-DGGE 기법을 사용하였다. 그 결과 우점 개체군들을 밝히고 그들과 알려진 PRB와의 계통관계를 분석하였다.
농화배양 반응기에서 황 입자를 채취하고 그 입자에 형성된 생물 막 미생물로부터 DNA를 추출하였다. 채취한 황 입자 시료에 phosphate buffered saline (pH 7.
농화배양 초기에 mineral medium (pH 7.43), 원소황 입자(70 g/l), 그리고 ClO4 -를 포함하는 반응기에 활성슬러지를 접종하였다. ClO4 - 농도는 ClO4 - stock 주입으로 반응 기내에 약 120 mg/l으로 조절하였다.
농화배양된 미생물의 ClO4 - 제거 활성을 먼저 확인하고 미생물 군집조성을 분석하기 위한 생물막 시료를 채취하였다.ClO4 - 제거 활성분석 결과는 Fig.
반응기의 상등액을 문헌[8]에서와 같이 주기적으로 채취하여 ClO4 - 농도와 pH를 분석하였다. 채취한 시료는 syringe fil- ter (pore size, 0.
이러한 조건으로 20 cycles 증폭한 후, 다시 94oC, 1분, 55oC에서 1분, 72oC에서 1분 간 5 cycle 추가로 증폭한 후 72oC에서 5분 간 최종 신장하였다. 생성된 PCR 산물은 1.5% agarose gel에서 전기영동하여 UV-trans illuminator로 증폭 여부를 확인하였다.
본 연구에서는 이 생물막 미생물의 군집조성을 파악하고자 PCR-DGGE를 실시하였다. 식종균으로 이용한 활성슬러지와 황을 전자공여체로 이용하는 농화배양 미생물의 16S rRNA유전자를 PCR로 각각 증폭하고 그 증폭 산물을 DGGE로 분석하였다. DGGE 결과로 나타나는 band 패턴을 비교함으로써 시료 내 미생물 군집을 비교하고 우점종을 파악하였다.
2)을 넣어 5분간 강하게 vortex하여 생물막 미생물을 황 입자로부터 유리시켰다. 유리된 미생물을 회수하여 UltraClean® Microbial DNA isolation kit (MO BIO Laboratories, Inc.; Carlsbad, CA, USA)를 이용하여 genomic DNA를 추출하였다. 한편 농화배양된 미생물 군집과 비교하기 위해 접종균으로 사용된 활성 슬러지로부터 DNA를 추출하였다.
5:1)에 변성제로서 formamide와 urea를 첨가하여 40%에서 60%까지 농도구배가 형성되도록 제작하였다. 이 농도구배 gel에 PCR 산물을 load- ing한 후 TAE buffer (40 mM Tris, 20 mM acetic acid, 1 mM EDTA, pH 8.0)에서 DCode systems (Bio-Rad)을 이용하여 60oC, 200 V에서 4시간 동안 전기영동을 실시하였다. 전기영동 후 gel을 EtBr로 염색하고 UV transilluminator에서 band의 패턴을 확인하였다.
이전 연구[7]를 통해 실제로 황 입자표면에 형성된 생물막을 SEM을 이용하여 관찰하였다. 본 연구에서는 이 생물막 미생물의 군집조성을 파악하고자 PCR-DGGE를 실시하였다.
1과 같다. 일주일 간격으로 채취한 배양액을 IC로 분석하여 ClO4 - 농도 감소를 확인하고, ClO4- stock을 재주입(respiking)하여 배양액에서 최종 농도가 약 120 mg ClO4 -/l가 되도록 하였다. 농화배양 미생물의 ClO4 - 제거 효율은 7일 후 분석한 결과 99.
0)에서 DCode systems (Bio-Rad)을 이용하여 60oC, 200 V에서 4시간 동안 전기영동을 실시하였다. 전기영동 후 gel을 EtBr로 염색하고 UV transilluminator에서 band의 패턴을 확인하였다.
농도와 pH를 분석하였다. 채취한 시료는 syringe fil- ter (pore size, 0.22 μm)로 여과 후 ion chromatography (IC)로 ClO4- 농도를 분석하는데 사용하였다. IC 분석은 EPA METHOD 314.
추출한 DNA는 문헌[1]에서와 같이 PCR에 주형으로 이용하여 16S rRNA 유전자 단편을 증폭하는데 사용하였다. 프라이머로서 GC clamp-341F와 518R를 이용하여 약 194 bp의 PCR 산물을 생성하였다.
; Carlsbad, CA, USA)를 이용하여 genomic DNA를 추출하였다. 한편 농화배양된 미생물 군집과 비교하기 위해 접종균으로 사용된 활성 슬러지로부터 DNA를 추출하였다.
대상 데이터
0 [21]을 수정한 방법[7]을 사용하여 ClO4 - 분석을 하였다. Analytical column AS16 (Dionex, USA)과 guard column AG16 (Dionex, USA)이 장착된 IC (Dionex ICS-1100; Sunnyvale, CA, USA)을 사용하였으며 ClO4 -의 검출한계는 0.62 μg/l이었다. IC 분석에 사용한 표준시약은 AccuStandard Inc.
62 μg/l이었다. IC 분석에 사용한 표준시약은 AccuStandard Inc. (New Haven, CT, USA)에서 구입하였다. ClO4 - 제거효율은 식 4에 의해 계산하였다:
PCR을 통해 증폭된 16S rRNA 유전자 단편은 DGGE에 사용하였다. DGGE는 문헌[1]에 기술된 것과 같이 실시하였다.
98%; 지름 2-3 mm)은 ㈜미원상사 (한국, 울산)에서 구입하였다. 그 외 시약들은 모두 Sigma-Aldrich Chemical Company, Inc. (St. Louis, MO, USA)에서 구입하였으며 가장 순도(순도 > 99%)가 높은 것이었다.
H2O, 16 mg NH4H2PO4, 1 g NaHCO3. 배지는 탈 염소 처리된 수돗물을 사용하여 제조하였다. Mineral me- dium 내 용존유기탄소(dissolved organic carbon; DOC)는 TOC analyzer (GE Sievers InnovOx TOC analyzer)로 분석하여 검출한계(50 μg/l) 이하임을 확인하였다.
본 연구에 사용된 sodium perchlorate (NaClO4, 순도 > 99%)는 ACROS Organics (New Jersey, USA)에서 구입하였다. 한편 입자상 원소 황(S0, 순도 > 99.
프라이머로서 GC clamp-341F와 518R를 이용하여 약 194 bp의 PCR 산물을 생성하였다. 이 두 프라이머의 염기서열은 다음과 같다: GC clamp-341F, 5′CGCCCGCCGCGCGCGGC- GGGCGGGGCGGGGGCACGGGGTACGGGAGGCAGCA-
한편 입자상 원소 황(S0, 순도 > 99.98%; 지름 2-3 mm)은 ㈜미원상사 (한국, 울산)에서 구입하였다. 그 외 시약들은 모두 Sigma-Aldrich Chemical Company, Inc.
이론/모형
22 μm)로 여과 후 ion chromatography (IC)로 ClO4- 농도를 분석하는데 사용하였다. IC 분석은 EPA METHOD 314.0 [21]을 수정한 방법[7]을 사용하여 ClO4 - 분석을 하였다. Analytical column AS16 (Dionex, USA)과 guard column AG16 (Dionex, USA)이 장착된 IC (Dionex ICS-1100; Sunnyvale, CA, USA)을 사용하였으며 ClO4 -의 검출한계는 0.
검색 결과를 토대로 하여 유연 미생물들의 16S rRNA 유전자 염기서열을 수집한 후 Clustal W program를 사용하여 multiple alignment를 실시하였다[12]. Multiple alignment의 결과를 MEGA 6.0 [20]을 이용하여 neighbor-joining법으로 계통수를 작성하였으며 bootstrape 1, 000번 수행하였다.
PCR-DGGEe 배양에 근거한 군집분석의 단점을 극복할 수 있는 기법 중의 하나로 보고되었다[1, 5, 14, 16]. 그래서 본 연구에서는 ClO4 - 분해를 최적화하기 위해 농화배양 미생물의 군집조성에 대한 정보를 제공하고자 PCR-DGGE 기법을 사용하였다. 그 결과 우점 개체군들을 밝히고 그들과 알려진 PRB와의 계통관계를 분석하였다.
성능/효과
염기서열 분석 결과 세 bands (a, c, 그리고 d)는 β-Proteobacteria 강에 속하고, 한 band (b)는 Bacteroidetes 강에 해당되었으며, 그리고 두 bands (e 와 f)는 Spirochaetes 강에 속하는 것으로 나타났다 (Table 1). Band e와 f는 Spirochaetaceae 과 세균의 16S rRNA 유전자 클론과 가장 유사한(각각 99%) 것으로 나타났는데 이두 bands의 염기서열은 서로 99% 유사성을 나타내었다.
분해를 위한 최적조건이 도출되었다[8]. ClO4 - 분해 최적조건을 조사하기 위한 실험에서 식종균으로서 농화배양 미생물을 사용했을 때 활성슬러지를 사용한 경우보다 제거효율과 시간 면에서 우수한 결과를 나타내었다. 그러나 아직 그 농화배양 미생물 군집에 대해서는 알려지지 않았다.
DGGE 결과 농화배양된 미생물 군집의 밴드패턴은 식종균 의 그것과는 다른 것으로 나타났다(Fig. 2). 식종에 사용된 활성슬러지의 미생물 군집에 비해 더 진하고 구별되는 밴드들이농화배양 시료에서 관찰되었다.
배지는 탈 염소 처리된 수돗물을 사용하여 제조하였다. Mineral me- dium 내 용존유기탄소(dissolved organic carbon; DOC)는 TOC analyzer (GE Sievers InnovOx TOC analyzer)로 분석하여 검출한계(50 μg/l) 이하임을 확인하였다. 새 mineral me- diume 한 달에 한번 교체하였고 pH는 일주일에 한번 측정하여 약 7.
3에 제시된 계통수와 같다. 계통수에서 본 연구의 band a, c, 그리고 d가 β-Proteobacteria 강 clade에 속하였고, 이 중 band c가 Rhodocyclaceae 과에 해당되는 것으로 나타났다. 한편 α-Proteobacteria 강에 속하는 PRB로는 Dechlorospiril- lum sp.
일주일 간격으로 채취한 배양액을 IC로 분석하여 ClO4 - 농도 감소를 확인하고, ClO4- stock을 재주입(respiking)하여 배양액에서 최종 농도가 약 120 mg ClO4 -/l가 되도록 하였다. 농화배양 미생물의 ClO4 - 제거 효율은 7일 후 분석한 결과 99.71% 이상을 나타내었다.
배양 시간이 지남에 따라 농화배양액의 pH가 점차 감소하는 것으로 나타났다(Fig. 1). 이것은 물에서 원소 황이 산화되거나(식 2) ClO4 -가 PRB에 의해 분해될 때 황이 산화되면서 수소 이온(H+)이 생성되기 때문이다(식 3).
본 연구의 DGGE 결과 우세한 개체군들 중에 Bacteroidetes 강과 Spirochaetes 강에 속하는 것들이 나타난 것은 흥미롭다. Spirochaetes 강에 해당하는 일부의 균주는 혐기적 조건에서 황을 산화하는 미생물로 알려졌다[9].
이 시료들은 본 연구에 사용된 시료가 분리된 환경과 비슷한 혐기성/무산조 조건이거나 황을 산화하는 환경에서 분리되었다. 염기서열 분석 결과 세 bands (a, c, 그리고 d)는 β-Proteobacteria 강에 속하고, 한 band (b)는 Bacteroidetes 강에 해당되었으며, 그리고 두 bands (e 와 f)는 Spirochaetes 강에 속하는 것으로 나타났다 (Table 1). Band e와 f는 Spirochaetaceae 과 세균의 16S rRNA 유전자 클론과 가장 유사한(각각 99%) 것으로 나타났는데 이두 bands의 염기서열은 서로 99% 유사성을 나타내었다.
2) 활성슬러지 미생물 군집에 비해 농화배양 미생물 군집에서 구별되는 진한 bands a - f를 잘라낸 후 PCR로 증폭하여 염기서열 분석을 실시하였다. 확보된 염기서열은 BLASTN 분석을 통해 염기서열이 가장 비슷한 것을 검색하였다. GenBank 데이터베이스에 등록된 염기서열 중에서 이들 bands와 유사성이 가장 높은 것은 모두 환경 시료로부터 직접 클론된 16S rRNA 유전자들이었다.
후속연구
Gao 등[6]은 황 산화 반응으로 ClO4 -를 제거하는 회분 반응기에서 채취한 시료를 DGGE로 분석한 결과 우세한 밴드 중에 Proteobacteria 뿐만 아니라 Bacteroidetes 강에 해당하는 16S rRNA 유전자 염기서열도 검출되었다고 보고하였다. 본 연구에서 DGGE 분석을 통해 도출된 결과에서 우점종으로 밝혀진 개체군들은 향후 순수분리와 더불어 황 산화를 통한 ClO4 - 분해 환경에서 이들의 대사적 역할을 규명할 필요가 있다. 이들 미생물에 대한 연구가 이루어진다면 본 공정을 모니터링하고 제어하는데 큰 도움이 될 것으로 여겨진다.
본 연구에서 DGGE 분석을 통해 도출된 결과에서 우점종으로 밝혀진 개체군들은 향후 순수분리와 더불어 황 산화를 통한 ClO4 - 분해 환경에서 이들의 대사적 역할을 규명할 필요가 있다. 이들 미생물에 대한 연구가 이루어진다면 본 공정을 모니터링하고 제어하는데 큰 도움이 될 것으로 여겨진다.
참고문헌 (21)
Ahn, Y., Park, E. J., Oh, Y. K., Park, S., Webster, G. and Weightman, A. J. 2005. Biofilm microbial community of a thermophilic trickling biofilter used for continuous biohydrogen production. FEMS Microbiol. Lett. 249, 31-38.
Altschul, S. F., Madden, T. I., Schifer, A. J., Zhang, J., Zhang, Z., Miller, W. and Lipman, D. J. 1997. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res. 25, 3389-3402.
Gao, M., Wang, S., Jin, C., She, Z., Zhao, C., Zhao, Y., Zhang, J. and Ren, Y. 2015. Autotrophic perchlorate reduction kinetics of a microbial consortium using elemental sulfur as an electron donor. Environ. Sci. Pollut. Res. 22, 9694-9703.
Han, K. R., Kang, T. H., Kang, H. C., Kim, K., Seo, D. H. and Ahn, Y. 2011. Autotrophic perchlorate-removal using elemental sulfur granules and activated sludge: batch test. J. Life Sci. 21, 1473-1480.
Karavaiko, G. I., Dubinina, G. A. and Kondrat’eva, T. F. 2006. Lithotrophic microorganisms of the oxidative cycles of sulfur and iron. Microbiology 75, 512-545.
Kim, H., Kim, J. and Lee, Y. 2007. Occurrence of perchlorate in drinking water in Korea. J. Kor. Soc. Water Quality 23, 822-828.
Kim, H., Kim, J., Lee, Y., Lee, J. and Kim, S. 2008. Perchlorate in advanced drinking water treatment process. J. Kor. Soc. Water Quality 24, 164-168.
Larkin, M. A., Blackshields, G., Brown, N. P., Chenna, R., McGettigan, P. A., McWilliam, H., Valentin, F., Wallace, I. M., Wilm, A., Lopez, R., Thompson, J. D., Gibson T. J. and Higgins, D. G. 2007. Clustal W and Clustal X version 2. Bioinformatics 23, 2947-2948.
Lee, C. 2009. Optimum treatment of sewage and wastewater discharged in Gumi industrial complex. Final report 09-2-10-16-5. Gyeongbuk regional environment technology development center. Gyeongbuk, Korea.
Merlino, G., Rizzi, A., Schievano, A., Tenca, A., Scaglia, B., Oberti, R., Adani, F. and Daffonchio, D. 2013. Microbial community structure and dynamics in two-stage vs single-stage thermophilic anaerobic digestion of mixed swine slurry and market biowaste. Water Res. 47, 1983-1995.
Republic of Korea Ministry of Environment. 2010. Guideline for the management of drinking water quality monitoring items.
Sahu, A. K., Conneely, T., Nüsslein, K. R. and Ergas, S. J. 2009. Biological perchlorate reduction in packed bed reactors using elemental sulfur. Environ. Sci. Technol. 43, 4466-4471.
Shin, K. H., Son, A., Cha, D. K. and Kim, K. W. 2007. Review on risks of perchlorate and treatment technologies. J. Kor. Soc. Environ. Eng. 29, 1060-1068.
Timura, K., Stecher, G., Peterson, D., Filipski, A. and Kumar, S. 2013. MEGA6: Molecular evolutionary genetics analysis version 6.0. Mol. Biol. Evol. 30, 2725-2729.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.