[국내논문]유용미생물 처리에 따른 들잔디 재배지의 갈색퍼짐병 병원균 감소와 잔디생육 촉진 효과 Turfgrass Probiotics Reduce Population of Large Patch Pathogen and Improve Growth of Zoysiagrass원문보기
To prevent large patch disease, caused by Rhizoctonia solani AG-2-2, in zoysiagrass a fungicide, Tebuconazole and three microbial agents Streptomyces sp. Burkholderia sp. and Streptomyces sp. S8 were applied in commercial turfgrass cultivation field in Sanchung, Gyeongnam, Korea. All treatments show...
To prevent large patch disease, caused by Rhizoctonia solani AG-2-2, in zoysiagrass a fungicide, Tebuconazole and three microbial agents Streptomyces sp. Burkholderia sp. and Streptomyces sp. S8 were applied in commercial turfgrass cultivation field in Sanchung, Gyeongnam, Korea. All treatments showed 50% reduced the pathogen population in thatch layer throughout the yearly cultivation period. Not only reduced the pathogen population, Tebuconazole, Streptomyces sp. Burkholderia sp. and Streptomyces sp. S8 treatment also enhanced turfgrass growth, chlorophyll and proline content. Malondialdehyde contents in each treatment was reduced from 6.2~28.9% when compared with the control. Taken together, reduction of pathogen population in soil lowered the disease incidence or severity, and allowed the turfgrass developed as normal condition. The results suggested that the selected microbial agents may use as biological control and growth promotion agents for the Zoysia turfgrass.
To prevent large patch disease, caused by Rhizoctonia solani AG-2-2, in zoysiagrass a fungicide, Tebuconazole and three microbial agents Streptomyces sp. Burkholderia sp. and Streptomyces sp. S8 were applied in commercial turfgrass cultivation field in Sanchung, Gyeongnam, Korea. All treatments showed 50% reduced the pathogen population in thatch layer throughout the yearly cultivation period. Not only reduced the pathogen population, Tebuconazole, Streptomyces sp. Burkholderia sp. and Streptomyces sp. S8 treatment also enhanced turfgrass growth, chlorophyll and proline content. Malondialdehyde contents in each treatment was reduced from 6.2~28.9% when compared with the control. Taken together, reduction of pathogen population in soil lowered the disease incidence or severity, and allowed the turfgrass developed as normal condition. The results suggested that the selected microbial agents may use as biological control and growth promotion agents for the Zoysia turfgrass.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
잔디재배지에서 갈색퍼짐병 방제 연구는 거의 없는 실정으로 본 병해에 대한 효율적인 방제가 이루어지지 않고 있으며, 최근 잔디재배지에 갈색퍼짐병이 대발생됨(Min et al., 2014)에 따라 생물적 방제를 위하여 잔디 재배지에서 선발된 균주를 이용하여 잔디의 생장과 갈색퍼짐병 병원균의 변화를 알아보고자 본 연구를 수행하였다.
제안 방법
각 처리구의 크기는 4 m×5 m로, 처리횟수는 6월 3회, 7월 3회, 8월 2회로 총 8회 분무 처리하였다.
잔디재배지의 라지패취에 대한 생물적 방제를 위하여 잔디 재배지에서 선발된 균주를 이용한 잔디의 생육특성을 조사하기 위해 라지패취 증상이 보이는 경상남도 산청군 단성면(N35.258, E127.961)에서 조사를 실시하였으며, 한 시험구당 4×5 m (20 m2) 규격으로 난괴법 3반복으로 조성하였다.
qRT-PCR 반응조건은 95°C 5분 후 95°C 15초, 60°C 1분, 72°C 1분을 40 cycles로 진행하였다.
토양 DNA추출은 FastDNA®SPIN Kit (MP Biomedicals, Irvine, CA, USA)를 이용하여 매뉴얼에 따라 추출하였으며, 추출한 토양 DNA는 Ethanol Precipitation 과정을 거친 후 qRT-PCR (Real-Time PCR: CFX connect System, Bio-Rad, USA)에 사용되었다.
조사방법은 채집한 잔디의 근권부에 이쑤시개 3개를 삽입 한 후 24시간 상온에서 보관하였으며 24시간이 지난 이쑤시개를 Rhizoctonia 선택배지(Potato dextrose broth 24 g, Agar 20 g, chloramphenicol 100 μg/mL, benomyl 1 ug/L)에 치상하여 27°C에서 24시간 배양하였다.
) 진탕배양기(150 rpm, 28°C)를 이용하여 3-5×107cfu/mL 배양하였으며, 배양된 균을 희석하여 2-6×106cfu/mL로 1L/m로 처리하였다. 대조약제 Tebuconazole 처리농도는 사용약량(2,000배 희석, 1L/m)을 기준으로 처리하였다. 각 처리구의 크기는 4 m×5 m로, 처리횟수는 6월 3회, 7월 3회, 8월 2회로 총 8회 분무 처리하였다.
갈색퍼짐병 병원균 밀도조사는 홀 커터를 이용하여 잔디와 대취토양을 각 각의 실험구마다 3반복씩 채집하여 조사하였다. 실험구는 무처리구, 대조약제 Tebuconazole처리구, 각 미생물 처리구(Streptomyces sp.
갈색퍼짐병 병원균 밀도조사는 홀 커터를 이용하여 잔디와 대취토양을 각 각의 실험구마다 3반복씩 채집하여 조사하였다. 실험구는 무처리구, 대조약제 Tebuconazole처리구, 각 미생물 처리구(Streptomyces sp., Burkholderia sp., Streptomyces sp. S8)로 총 5가지의 실험구로 나누어서 진행하였다. 병원균 밀도조사는 2016년 6월초 미생물을 처리하기 전에 1회 채집을 하였고 그 후로는 6월부터 10월까지 매달(6월 24일, 7월 25일, 8월 26일, 9월 23일, 10월28일)한 번씩 수행하였다.
S8)로 총 5가지의 실험구로 나누어서 진행하였다. 병원균 밀도조사는 2016년 6월초 미생물을 처리하기 전에 1회 채집을 하였고 그 후로는 6월부터 10월까지 매달(6월 24일, 7월 25일, 8월 26일, 9월 23일, 10월28일)한 번씩 수행하였다. 조사방법은 채집한 잔디의 근권부에 이쑤시개 3개를 삽입 한 후 24시간 상온에서 보관하였으며 24시간이 지난 이쑤시개를 Rhizoctonia 선택배지(Potato dextrose broth 24 g, Agar 20 g, chloramphenicol 100 μg/mL, benomyl 1 ug/L)에 치상하여 27°C에서 24시간 배양하였다.
조사방법은 채집한 잔디의 근권부에 이쑤시개 3개를 삽입 한 후 24시간 상온에서 보관하였으며 24시간이 지난 이쑤시개를 Rhizoctonia 선택배지(Potato dextrose broth 24 g, Agar 20 g, chloramphenicol 100 μg/mL, benomyl 1 ug/L)에 치상하여 27°C에서 24시간 배양하였다. 그 후 이쑤시개 3개에서 뻗어 나온 균사를 현미경(CETI optical instrument, Korea)을 통하여 병원균의 밀도를 조사하였다. 병원균의 밀도는 이쑤시개 뻗어 나온 병원균의 균사수를 세어 조사하였다(Paulitz and Schroeder, 2005).
그 후 이쑤시개 3개에서 뻗어 나온 균사를 현미경(CETI optical instrument, Korea)을 통하여 병원균의 밀도를 조사하였다. 병원균의 밀도는 이쑤시개 뻗어 나온 병원균의 균사수를 세어 조사하였다(Paulitz and Schroeder, 2005). 모든 실험은 3반복으로 진행 되었으며, 통계분석은 ANOVA분석(Tukey’s HSD, P=0.
토양에 존재하는 갈색퍼짐병 병원균 밀도조사를 위해서 5가지의 실험구에서 잔디 근권부의 토양을 수집하여 DNA를 추출하였다. 토양 수집 방법은 각 각의 실험구에서 3반복으로 토양을 수집한 후 1 g으로 혼합하여 DNA추출에 사용하였다.
토양에 존재하는 갈색퍼짐병 병원균 밀도조사를 위해서 5가지의 실험구에서 잔디 근권부의 토양을 수집하여 DNA를 추출하였다. 토양 수집 방법은 각 각의 실험구에서 3반복으로 토양을 수집한 후 1 g으로 혼합하여 DNA추출에 사용하였다. 토양 DNA추출은 FastDNA®SPIN Kit (MP Biomedicals, Irvine, CA, USA)를 이용하여 매뉴얼에 따라 추출하였으며, 추출한 토양 DNA는 Ethanol Precipitation 과정을 거친 후 qRT-PCR (Real-Time PCR: CFX connect System, Bio-Rad, USA)에 사용되었다.
토양 DNA추출은 FastDNA®SPIN Kit (MP Biomedicals, Irvine, CA, USA)를 이용하여 매뉴얼에 따라 추출하였으며, 추출한 토양 DNA는 Ethanol Precipitation 과정을 거친 후 qRT-PCR (Real-Time PCR: CFX connect System, Bio-Rad, USA)에 사용되었다. qRT-PCR은 SYBR green 25 uL, Soil DNA 5 uL (100 ug/uL), Primer(AG 2-2_F, R) 각 2 uL, ddH2O 16 uL을 넣어 50 uL volume으로 qRT-PCR을 진행하였으며, 사용한 Primer는 갈색퍼짐병 병원균(Rhizoctonia solani AG-2-2) 특이적 프라이머를 사용하였다(Budge et al., 2009). qRT-PCR 반응조건은 95°C 5분 후 95°C 15초, 60°C 1분, 72°C 1분을 40 cycles로 진행하였다.
qRT-PCR 반응조건은 95°C 5분 후 95°C 15초, 60°C 1분, 72°C 1분을 40 cycles로 진행하였다. 반응 후 CT (Cycle Threshold) 값과 표준농도와 비교하여 병원균의 밀도를 측정하였다. 표준농도 설정을 위하여 병원균의 genomic DNA를 추출하여 사용하였으며 genomic DNA 추출은 CTAB기법을 이용하였다(Graham et al.
식물체의 건물중은 식물체를 건조기(ModelDS-80-5, Dasol Scientific Co. Ltd., Gyeonggido, Korea)로 80°C에서 72시간 건조한 후의 무게를 측정하였다.
961)에서 조사를 실시하였으며, 한 시험구당 4×5 m (20 m2) 규격으로 난괴법 3반복으로 조성하였다. 관수는 자연강우를 활용하였고, 모든 처리구에 시비는 복합비료(Super 21, Namhae Chemical Co. Ltd., Yeosu, Korea, N : P : K = 21 : 17 : 17)로 질소 순성분량32 g/m기준으로 4회로 나누어 시비하였으며, 잔디깎기는 시험기간 동안 5회를 실시하였다. 시험구 조성 전 살균제인 톱신엠(Kyungnong Co.
, Seoul, Korea, Thiophanate-methyl 70%)을 1회 처리하였으나 시험기간 동안Tebuconazole처리구 외 다른 시험구에는 농약 처리를 수행하지 않았다. 시험재배지의 토양 특성을 알아보기 위해 임의의 6개 지점을 선정하여 작토 깊이 10 cm 범위 내에서 표토를 약 3~5 cm 걷어내고 시료를 채취한 후 토성 및 토양 이화학성을 분석하였다(Table 1과 2). 토성은 Bouyoucoc (1962)방법에 준하여 분석을 하였고, 토양 이화학성은 농촌진흥청 국립농업과학원 토양분석법(I.
, 1987)에 준하여 분석하였다. 토양 물리성 100 mL 용량의 core sampling을 이용하여 측정하였다. 토양 수분변화가 없도록 밀봉하여 토양중량법으로 용적밀도, 공극률, 수분함량, 토양삼상을 분석하였다(Fonteno, 1996).
토양 물리성 100 mL 용량의 core sampling을 이용하여 측정하였다. 토양 수분변화가 없도록 밀봉하여 토양중량법으로 용적밀도, 공극률, 수분함량, 토양삼상을 분석하였다(Fonteno, 1996).
약제와 균주 처리구별 들잔디의 생육을 알아보기 위해 식물체 시료는 2016년 8월 26일에 처리별로 15×15 cm의 뗏장을 초장, 지상부, 포복경과 지하부의 생체중과 건물중, 지상부 개체수, 전체 포복경 길이 등을 조사하였다. 초장은 토양 표면에서부터 줄기 최상단까지의 길이를 실측하였다. 식물체의 건물중은 식물체를 건조기(ModelDS-80-5, Dasol Scientific Co.
약제와 균주 처리에 따른 시기별 엽록소와 카로티노이드 함량 변화를 알아보기 위해 2016년 6월 24일, 7월 25일,8월 26일, 9월 23일, 10월 28일 잎 시료를 채취하여 분석을 수행하였다. 엽록소와 카로티노이드 함량은 Lichtenthaler(1987)의 방법에 준하여 생체시료 0.
추출 용매를 다시 4°C에 10분간 12,000 g로 원심분리한 후 분광광도계(UV-1800, Shimadzu, Japan)로 450, 532, 600 nm의 파장에서 흡광도를 측정하여 다음 식에 대입 하여 계산하였다.
지질의 산화는 불포화지방산의 분해산물인 malondialdehyde (MDA) 농도로 측정하였다. MDA 농도는 Heath and Pacher (1968)의 방법에 준하여 2016년 9월 23일과 10월 28일에 채취한 잎 생체시료 0.
경남 산청군에 위치한 잔디재배지역에서 미생물을 이용하여 갈색퍼짐병 방제효과 및 병원균 밀도 변화 조사를 실시하였다(Fig. 1). 미생물을 처리하기 전 조사결과는 무처리구, Tebuconazol 처리구에서 평균 4.
6 이였다. 표준농도를 설정하여 각 각의 시료를 기준의 10-3부터 10-8 까지 희석하여 각각의 농도별 CT값을 구하였다(Table 3). 표준농도에 대한 정확성 측정은 표준곡선(Standard Curve)의 R2값이 0.
와 Burkholderia sp.미생물을 처리하였다. 무처리구에 비해 Tebuconazole 약제 처리구, Streptomyces sp.
대상 데이터
약제와 균주 처리구별 들잔디의 생육을 알아보기 위해 식물체 시료는 2016년 8월 26일에 처리별로 15×15 cm의 뗏장을 초장, 지상부, 포복경과 지하부의 생체중과 건물중, 지상부 개체수, 전체 포복경 길이 등을 조사하였다.
데이터처리
모든 실험은 3반복으로 진행 되었으며, 통계분석은 ANOVA분석(Tukey’s HSD, P=0.05)을 사용하여 분석하였다.
각 처리구의 크기는 4 m×5 m로, 처리횟수는 6월 3회, 7월 3회, 8월 2회로 총 8회 분무 처리하였다. 모든 처리구는 통계처리를 위하여 3반복으로 구성되었다.
Statistical analysis with Tukey’s HSD(p=0.05).
통계분석은 SAS 프로그램(Cary, NC, USA)을 사용하여 Duncan다중검정을 실시하였고, 처리구 평균간 유의성 검정은 5% 수준에서 유의성을 실시하였다.
이론/모형
반응 후 CT (Cycle Threshold) 값과 표준농도와 비교하여 병원균의 밀도를 측정하였다. 표준농도 설정을 위하여 병원균의 genomic DNA를 추출하여 사용하였으며 genomic DNA 추출은 CTAB기법을 이용하였다(Graham et al., 2003).
시험재배지의 토양 특성을 알아보기 위해 임의의 6개 지점을 선정하여 작토 깊이 10 cm 범위 내에서 표토를 약 3~5 cm 걷어내고 시료를 채취한 후 토성 및 토양 이화학성을 분석하였다(Table 1과 2). 토성은 Bouyoucoc (1962)방법에 준하여 분석을 하였고, 토양 이화학성은 농촌진흥청 국립농업과학원 토양분석법(I.A.S., 1987)에 준하여 분석하였다. 토양 물리성 100 mL 용량의 core sampling을 이용하여 측정하였다.
MDA 농도는 Heath and Pacher (1968)의 방법에 준하여 2016년 9월 23일과 10월 28일에 채취한 잎 생체시료 0.2 g을 5 mL의 5% trichloroacetic acid (TCA) 용매에 균질화한 후 20분간 4°C에 12,000 g 원심분리(5810R, Eppendorf, Germany)하였다.
성능/효과
6로 조사 되었다. 그 후 Tebuconazole 살균제, 각 미생물을 처리 한 후 갈색퍼짐병 병원균 밀도를 조사한 결과 무처리구에서는 6~9월 달까지는 매달 병원균의 밀도가 증가하여 9월 조사에서 결과 이쑤시개당 평균 6.6으로 높게 조사되었다. 그 후 마지막 조사 결과에서는 6.
병원균을 정량적으로 검출하기 위하여 표준밀도를 설정한 결과 DNA 500 ug이 4.54×108 cfu/mL였으며 CT(Cycle Threshold)값의 평균은 9.37 ± 0.6 이였다.
3으로 관찰되었다. 마지막으로 Streptomyces S8 처리구에서는 매달 병원균의 밀도가 감소하는 것으로 확인 되었다. 또한, Streptomyces sp.
표준농도를 설정하여 각 각의 시료를 기준의 10-3부터 10-8 까지 희석하여 각각의 농도별 CT값을 구하였다(Table 3). 표준농도에 대한 정확성 측정은 표준곡선(Standard Curve)의 R2값이 0.993으로 정확한 결과를 나타낸 다는 것을 확인되었다(data not shown). 작성된 표준농도를 바탕으로 각의 실험 구에서 갈색퍼짐병의 밀도를 조사한 결과 산청군 잔디 재배지에 상기에 서술한 Tebuconazole 및 미생물을 처리하기 전에는 모든 처리구에서 병원균의 밀도가 106으로 조사되었다(Fig.
993으로 정확한 결과를 나타낸 다는 것을 확인되었다(data not shown). 작성된 표준농도를 바탕으로 각의 실험 구에서 갈색퍼짐병의 밀도를 조사한 결과 산청군 잔디 재배지에 상기에 서술한 Tebuconazole 및 미생물을 처리하기 전에는 모든 처리구에서 병원균의 밀도가 106으로 조사되었다(Fig. 2). Tebuconazole 및 미생물을 처리한 결과 무처리구에서는 병원균의 밀도가 증가하거나 밀도를 유지한 반면 Tebuconazole처리구에서는 9월에 Tebuconazole처리전 보다 밀도가 다소 감소하였다.
Streptomyces sp. 처리구에서는 조사 시기 (6월 24일, 7월 25일, 8월 26일, 9월 23일, 10월 28일) 마다 병원균의 밀도가 점진적으로 감소하는 것을 확인할 수 있었으며 9월 결과 103으로 나타났다. Burkholderia sp.
Burkholderia sp. 처리구에서도 동일하게 병원균의 밀도가 점진적으로 감소하였지만 최종 조사 결과 병원균의 밀도가 104으로 다른 미생물 처리구 보다는 높게 나타났다. 마지막으로 Streptomyces sp.
S8 처리구는 7월 병원균의 밀도가 가장 적은 104으로 확인되었고, 이 후 9월에는 103으로 감소하였다. 갈색퍼짐병을 방제하기 위해서 농약 및 미생물을 처리하여 토양속 병원균의 밀도를 조사한 결과 농약보다 미생물이 병원균 밀도 관리 및 병발생 억제에 더욱 효과적인 것으로 나타났다. qRT-PCR 분석을 통한 갈색퍼짐병의 병원균 밀도 변화 분석 결과, 이쑤시개를 이용한 병원균 밀도 진단과 유사한 결과를 보였다.
S8 처리구가 유의한 증가를 관찰되었으며 Streptomyces sp. 처리구는 생체중과 건물중 각각 48.6과 38.7%로 가장 많이 증가하였다. 포복경의 생체중과 건물중은 무처리구에 비해 Tebuconazole, Streptomyces sp.
와 Burkholderia sp. 미생물을 처리한 결과 시험기간 내에 잔디재배 및 관리를 위하여 비료와 잔디깎기에 의해 시기별로 엽록소와 카로티노이드 함량의 차이는 있었지만 각 시기의 처리구간의 엽록소와 카로티노이드 함량은 유의한 차이를 보였다(Fig. 4). 약제와 미생물을 처리하지 않은 무처리구에 비해 Tebuconazole 약제 처리구, Streptomyces sp.
4B). 전체 엽록소 함량은 엽록소 a 함량과 유사한 경향을 나타내었고(Fig. 4C), 카로티노이드 함량은 10월에 가장 높은 함량을 나타내었으며, 6월부터 10월까지 평균 함량은 무처리구에 비해 Tebuconazole, Streptomyces sp., Burkholderia sp.
와 Streptomyces sp. S8 처리구가 가장 높게 나타나 토양미생물 처리로 인해 갈색퍼짐병으로 인한 잎마름증상이 완화됨을 알 수 있었고, 10월에 총 엽록소와 카로티노이드 함량이 높은 것으로 보아 오랫동안 녹색을 유지하는데 도움이 되었다고 판단되었다. 주로 갈색퍼짐병의 잔디는 엽신, 엽초, 관부에 Rhizoctonia spp.
,2007). 본 실험 결과의 경우 무처리구에 비해 토양미생물 처리구에서 프롤린 함량이 증가한 것으로 보아 단지 스트레스에 의한 피해 증상이라기 보다는 토양미생물 작용에 따른 프롤린 함량의 증가로 잎마름증상에 대한 삼투보호제로 작용하여 토양미생물이 갈색퍼짐병 병원균에 감염된 잔디에 대해 효과적인 방제가 이루어진 것으로 판단되었다.
, 2015a). 하지만 본 실험에서는 갈색퍼짐 병에 대한 친환경적 방제효과를 검증하였음으로, 다른 여러가지 병해 또는 환경적 스트레스에 대한 효과 검증을 통하여 활용도를 평가하여야 할 것으로 판단된다.
qRT-PCR 분석을 통한 갈색퍼짐병의 병원균 밀도 변화 분석 결과, 이쑤시개를 이용한 병원균 밀도 진단과 유사한 결과를 보였다. 잔디재배지 또는 골프장에서 갈색퍼짐병 병원균의 밀도는 비교적 간단한 이쑤시개를 이용하여 진단결과를 신뢰 할 수 있을 것으로 사료된다. qRT-PCR 결과도 잔디유용미생물이 병원균의 밀도를 효과적으로 억제하는 것으로 나타난 것은, 유용미생물 특히 Streptomyces sp.
S8 처리에 따라 갈색퍼짐병 병원균밀도 감소로 갈색퍼짐병의 증상이 완화되어 정상적인 잔디로 생육이 된 것으로 판단되었다. 이러한 결과는 사용된 미생물이 잔디의 생물적 방제와 잔디의 생육 촉진 미생물로 이용될 수 있음을 시사한다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
난지형 잔디인 한국잔디의 특징은?
, 1983). 난지형 잔디인 한국잔디는 한지형 잔디에 비하여 내염성이 우수하고(Kim et al., 1991a; Marcum et al., 1998), 내건성과 내병성도 우수하여 관리비용을 최소화 할 수 있는 초종이다(Beard, 1973). 현재 국내에서 사용 중인 한국잔디는 들잔디(Zoysia japonica)와 중엽형 잔디가 대부분이다(Choi and Yang, 2005).
한국잔디의 속과 분포지역은?
한국잔디는 Zoysia속(Zoysia spp.)에 속하며 필리핀, 태국을 비롯한 동남아시아 열대 지역부터 한국, 일본, 중국 등 동북아시아의 온대 기후대에 걸쳐 분포하고 있다(Engelke et al., 1983).
재배지 잔디가 야생의 잔디보다 병원균에 쉽게 감염될 수 있는 조건을 갖춘 이유는?
, 2012). 또한, 장기간 동안 반복적으로 과도한 농약을 사용하고, 잔디갱신, 대취 관리 등을 소홀히 함으로써 토양 생육환경이 악화되고 있다 (Hwang and Choi,1999; Kim, 2006). 이러한 재배환경상의 여러 가지 장해로 인해 야생의 잔디보다 재배지 잔디가 병원균에 쉽게 감염될 수 있는 조건을 갖추고 있으며(Paik et al.
참고문헌 (53)
Abeles, F.B., Bosshart, R.P., Forrence, L.E. and Habig, W.H. 1971. Preparation and purification of glucanase and chitinase from bean leaves. Plant Physiol. 47:129-34.
Bae, E.J., Lee, K.S., Kim, D.S., Han, E.H., Lee, S.M., et al. 2013. Sod production and current status of cultivation management in Korea. Weed Turf. Sci. 2:95-99. (In Korean)
Bae, E.J., Lee, K.S., Park, N.C. and Huh, M.R. 2012. Effect of topdressing heignt on the growth of zoysiagrass (Zoysia japonica). J. Agric. Life Sci. 46:83-89. (In Korean)
Beard, J.B. 1973. Turfgrass: Science and culture. Prentice-Hall, Englewood Cliffs, New jersey. USA.
Boller, T., Gehri, A., Mauch, F. and Vogeli, U. 1983 . Chitinase in bean leaves: Induction by ethylene, purification, properties and possible functions. Planta. 157:22-31.
Budge, G.E., Shaw, M.W., Colyer, A., Pietravalle, S. and Boonham, N. 2009. Molecular tools to investigate Rhizoctonia solani distribution in soil. Plant Pathology. 58:1071-1080.
Chae, D.H., Jin, R.D., Hwangbo, H., Kim, Y.W., Kim, Y.C., et al. 2006. Control of late blight (Phytophthora capsici) in pepper plant with a compost containing multitude of chitinase-producing bacteria. Bio Control. 51: 339-351.
Choi, J.S. and Yang, G.M. 2005. Comparison of growth rate and cold tolerance with basic species, commercial lines, and breeding lines of zoysiagrass. Kor. Turfgrass Sci. 19: 131-140. (In Korean)
Choi. J.S. and Yang, G.M. 2006. Sod production in South Korea. Kor. Turfgrass Sci. 20: 237-251. (In Korean)
Chung, Y.R., Kim, H.T., Kim, T.J. and Cho, K.Y. 1991. Cultural characteristics and pathogenicity of Rhizoctonia species isolated from zoysiagrass and bentgrass. Korean J. Plant Pathol. 7:230-235. (In Korean)
Couch, H.B. and Haygood, R.A. 1990. The nature and control of Rhizoctonia blight. Golf Course Management. 58:48-58.
Dale, J.L. 1978. A typical symptom of Rhizoctonia infection on zoysia. Plant Dis. Reptr. 62:645-647.
Delauney, A.J. and Verma, D.P.S. 1993. Proline biosynthesis and osmoregulation in plants. Plant J. 4:215-223.
Engelke, M.C., Murray, J.J. and Yeam, D.Y. 1983. Distribution, collection and use of zoysiagrass in the far East, part II. Agronomy Abst. p.125.
Fonteno, W.C. 1996. Growing media: Types and physical / chemical properties. pp. 93-102. In: Reed, D.W. (Ed.). Water, media, and nutrition for greenhouse crops. Ball Publishing, Batavia, IL, USA.
Graham, J., Marshall, B. and Squire, G. 2003. Genetic differentiation over a spatial environmental gradient in wild Rubusidaeus populations. New Phytol.157: 667-675.
Grove, G.G. 1999. New angles on apple powdery mildew. Good Fruit Grower, Yakima, WA. pp.45-47.
Heath, R.L. and Pacher, L. 1968. Photo peroxidation in isolated chloroplast I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Arch. Biochem. Biophy. 125:189-198.
Hwang, Y.S. and Choi, J.S. 1999. Effect of mowing interval, aeration, and fertility level on the turf quality and growth of zoysiagrass (Zoysia japonica Steud.). Kor. Turfgrass Sci. 13:79-90. (In Korean)
I.S.A. 1987. Analysis methods of soil and plants. Institute of Agricultural Science. RDA. Suwon. Korea. (In Korean)
Islam, M.R., Jeong, Y.T., Ryu, Y.J. , Song, C.H. and Lee, Y.S. 2009. Isolation, identification and optimal culture conditions of Streptomyces albidoflavus C247 producing antifungal agents against Rhizoctonia solani AG2-2. Mycobiology. 37:114-120.
Jin, R.D., Suh, J.W., Park, R.D., Kim, Y.W., Krishana, H.B., et al. 2005. Effect of chitin compost and broth on biological control of Meloidogyne incognita on tomato (Lycopersicon esculentum Mill.). Nematology. 7:125-132.
Jung, W.C., Shin, T.S., Kim, B.S., Im, J.S. Lee, J.H., et al., 2008. Efficacy of antagonistics bacteria for biological control of Rhizoctonia blight (large patch) on zoysiagrass. Res. Plant Dis. 14:43-50. (In Korean)
Khan, A., Williams, K.L. and Nevalaine, H.K.M. 2004. Effects of Paecilomyces lilacinus protease and chitinase on the eggshell structures and hatching of Meloidogyne javanica juveniles. BiologicalControl. 31:346-352.
Kim, D.H., Lee, B.R., Lee, J.S., Li, M. and Kim, T.H. 2007. Proline and ammonia accumulation in the zoysiagrass infected with large patch. J. Korean Grassl. Sci. 27:37-44.
Kim, H.G. and Lee, S.J. 2010. Turfgrass and golf course. Sunjin Culture Press. p. 414-415. (In Korean)
Kim, K.N. 2006. Turfgrass management. Sahmyook University Press. p. 229-334. (In Korean)
Kim, K.S., Yoo, Y.K. and Lee, G.J. 1991a. Comparative salt tolerance study in Korean lawngrasses. J. Kor. Soc. Hort. Sci. 32:118-124. (In Korean)
Kim, W.G., Shim, G.Y., Cho, W.D. and Lee, Y.H. 1991b. Anastomosis groups and pathogenicity of Rhizoctonia solani isolates causing Rhizoctonia blight of turfgrasses. Korean J. Plant Pathol. 7:257-259.
Kucuk, C. and Kivanc, M. 2004. In vitro antifungal activity of strains of Trichoderma harzianum. Turk. J. Biol. 28:111-115.
Lee, D.W., Lee, S.M., Kim, D.S., Choi, T.H. and Chang, T.H. 2012. Application of paraffin oil for control of large patch on Zoysia japonica. Asian J. Turfgrass Sci. 26:17-23. (In Korean)
Lee, J.H., Min, G.Y., Chang, J.W., Choi, S.M., Shim, G.Y., et al. 2015a. Investigation of fungicide response of Streptomyces spp. isolated from rhizosphere in zoysiagrass. J. Pesticide Sci. 19:54-63. (In Korean)
Lee, S.M., Kim, D.S., Lee, K.S., Lee, C.K. and Lee, D.W. 2013. Antibiotic properties of Helicosporium sp. KCTC 0635BP to Rhizoctonia solani AG2-2 IV. Weed Turf. Sci. 2:202-206. (In Korean)
Lichtenthaler. 1987. Chlorophylls and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembranes. Methods Enzymol. 148:350-382.
Mao, S. 2007. Control of late blight (Phytophthora capsici) in pepper by Burkholderia sp. MPC-7. PhD Diss., Chonnam National Univ., Gwangju.
Marcum, K.B., Anderson, S.J. and Engelke, M.C. 1998. Salt gland ion secretion: A salinity tolerance mechanism among five Zoysiagrass species. Crop Sci. 38:806-810.
Min, G.Y., Lee, J.H. and Kwak, Y.S. 2014. A detail investigation of major diseases occurrence and pathogen population on turfgrass cultivation in nationwide. Weed Turf. Sci. 3:121-129. (In Korean)
Monakhova, O.F. and Chernyad, I.I. 2002. Protective role of kartolin-4 in wheat plants exposed to soil drought. Appl. Biochem. Microbiol. 38:373-380.
Nawani, N.N., Kapadnis, B.P., Das, A.D., Rao, A.S. and Mahajan, S.K. 2002. Purification and characterization of a thermophilic and acidophilicchitinase from Microbispora sp. V2. J. Appl. Microbiol. 93:965-75.
Paik, S.B., Sim, S.C., Ku, H.M. and Yoe, W.G. 1998. Screening for antifungal medicinal plants against brown patch and large patch disease of turfgrass. Kor. Turfgrass Sci. 12:183-194.
Paulitz, T.C. and Schroeder, K.L. 2005. A new method for the quantification of Rhizoctonia solani and R. oryzae from soil. Plant Dis.89:767-772.
Shim, G.Y. and Kim, H. K. 2000. Control of large patch caused by Rhizoctonia solani AG2-2 by combined application of antagonists and chemicals in golf courses. Kor. Turfgrass Sci. 13:131-138. (In Korean)
Shim, G.Y., Kim, H.K., Bae, D.W., Lee, J.T. and Lee, H.J. 1997. Integrated control of large patch disease caused by Rhizoctonia solani AG2-2 by using fertilizers, fungicides and antagonistic microbes on turfgrass. Kor. Turfgrass Sci. 11:173-183. (In Korean)
Shim, G.Y., Kim, J.W. and Kim, H.K. 1994. Occurrence of Rhizoctonia blight of zoysiagrasses in golf courses in Korea. Korean J. Plant Pathol. 10:54-60. (In Korean)
Shirai, K. 2006. Fungal chitinases. pp. 289-304. In: Guevara-Gonzalez, R.G. and Torres-Pacheco, I. (Eds.). Advances in agricultural and food biotechnology. Kerala: Research Signpost.
Shurtleff, M.C., Fermanian, T.W. and Randall, R. 1987. Controlling turfgrass pests. Prentice-Hall, Inc., New Jersey. P.449.
Smiley, R.W. 1983. Compendium of turfgrass diseases. APS Press, St. Paul. P.102.
Smironff, N. and Cumbes, Q.J. 1989. Hydroxyl radical scavenging activity of compatible solutes. Phytochemistry 28:1057-1060.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.