양배추 검은썩음병에 대한 효율적인 저항성 검정법 Development of Efficient Screening Method for Resistance of Cabbage Cultivars to Black Rot Disease Caused by Xanthomonas campestris pv. campestris원문보기
Xanthomonas campestris pv. campestris(Xcc)에 의한 검은썩음병은 세계적으로 배추과 작물에 발생하여 큰 피해를 주고 있는 주요 식물병이다. Xcc에 대한 양배추의 효율적인 저항성 검정법을 확립하기 위해, Xcc에 대한 저항성 정도가 서로 다른 '루비아', '오조라', '그린핫', 'Saint', 'Joeun-ACE', 'Wonderball' 및 'XCCR 500' 등 7개 양배추 품종을 대상으로 접종 방법, 접종 위치, 재배 기간 그리고 재배 온도에 따른 검은썩음병 발생을 조사하였다. 양배추 품종들의 저항성은 18핀이나 가위를 사용하여 접종하는 것보다 핀셋(mouth-tooth forceps)을 사용하여 접종하였을 때 가장 큰 차이를 보이며, 직접적으로 엽맥에 접종하는 것보다 엽맥 주변에 접종이 더 효과적이었다. 그리고 접종한 유묘를 $30^{\circ}C$ 보다 $22^{\circ}C$에서 재배하였을 때에 감수성과 저항성 반응이 더 분명하게 나타났다. 이상의 결과로부터 양배추 검은썩음병에 대한 효과적인 저항성 검정법으로 4주 재배한 유묘의 엽맥 주변을 핀셋(mouth-tooth forceps)으로 상처 접종한 후 $22^{\circ}C$ 생육상에서 재배하는 방법을 제안하고자 한다.
Xanthomonas campestris pv. campestris(Xcc)에 의한 검은썩음병은 세계적으로 배추과 작물에 발생하여 큰 피해를 주고 있는 주요 식물병이다. Xcc에 대한 양배추의 효율적인 저항성 검정법을 확립하기 위해, Xcc에 대한 저항성 정도가 서로 다른 '루비아', '오조라', '그린핫', 'Saint', 'Joeun-ACE', 'Wonderball' 및 'XCCR 500' 등 7개 양배추 품종을 대상으로 접종 방법, 접종 위치, 재배 기간 그리고 재배 온도에 따른 검은썩음병 발생을 조사하였다. 양배추 품종들의 저항성은 18핀이나 가위를 사용하여 접종하는 것보다 핀셋(mouth-tooth forceps)을 사용하여 접종하였을 때 가장 큰 차이를 보이며, 직접적으로 엽맥에 접종하는 것보다 엽맥 주변에 접종이 더 효과적이었다. 그리고 접종한 유묘를 $30^{\circ}C$ 보다 $22^{\circ}C$에서 재배하였을 때에 감수성과 저항성 반응이 더 분명하게 나타났다. 이상의 결과로부터 양배추 검은썩음병에 대한 효과적인 저항성 검정법으로 4주 재배한 유묘의 엽맥 주변을 핀셋(mouth-tooth forceps)으로 상처 접종한 후 $22^{\circ}C$ 생육상에서 재배하는 방법을 제안하고자 한다.
Black rot caused by Xanthomonas campestris pv. campestris (Xcc) is one of the most serious diseases of crucifers world-wide. To establish the efficient screening method for resistant cabbage to Xcc, different inoculation methods, inoculation positions, growth stages of seedlings, and incubation temp...
Black rot caused by Xanthomonas campestris pv. campestris (Xcc) is one of the most serious diseases of crucifers world-wide. To establish the efficient screening method for resistant cabbage to Xcc, different inoculation methods, inoculation positions, growth stages of seedlings, and incubation temperatures after inoculation were investigated with the seven cabbage cultivars showing different resistance degrees to the pathogen. Clipping with mouse-tooth forceps was better inoculation method than piercing with 18 pins or cutting with scissors to distinguish the level of resistance and susceptibility. In inoculation using mouth-tooth forceps, clipping the edges of the leaves near veins is more effective than injuring the veins of the leaves directly. In addition, the inoculated plants kept at $22^{\circ}C$ showed more clear resistant and susceptible responses than those kept at 26 or $30^{\circ}C$. On the basis of the results, we suggest that an efficient screening method for resistance of cabbage cultivars to black rot is to clip the edges of the leaves near veins of the four-week-old seedlings with mouth-tooth forceps dipped in a suspension of Xcc at a concentration of $7{\times}10^7$ cfu/ml and incubate the inoculated plants in a growth room at $22^{\circ}C$ with 12-hr light a day.
Black rot caused by Xanthomonas campestris pv. campestris (Xcc) is one of the most serious diseases of crucifers world-wide. To establish the efficient screening method for resistant cabbage to Xcc, different inoculation methods, inoculation positions, growth stages of seedlings, and incubation temperatures after inoculation were investigated with the seven cabbage cultivars showing different resistance degrees to the pathogen. Clipping with mouse-tooth forceps was better inoculation method than piercing with 18 pins or cutting with scissors to distinguish the level of resistance and susceptibility. In inoculation using mouth-tooth forceps, clipping the edges of the leaves near veins is more effective than injuring the veins of the leaves directly. In addition, the inoculated plants kept at $22^{\circ}C$ showed more clear resistant and susceptible responses than those kept at 26 or $30^{\circ}C$. On the basis of the results, we suggest that an efficient screening method for resistance of cabbage cultivars to black rot is to clip the edges of the leaves near veins of the four-week-old seedlings with mouth-tooth forceps dipped in a suspension of Xcc at a concentration of $7{\times}10^7$ cfu/ml and incubate the inoculated plants in a growth room at $22^{\circ}C$ with 12-hr light a day.
따라서 본 연구에서는 효율적인 양배추 검은썩음병 저항성 검정법을 확립하기 위하여 접종 방법, 접종 위치, 생육 정도, 재배 온도 등의 다양한 발병 조건에 따른 양배추 검은썩음병의 발생 정도를 조사하였다.
제안 방법
핀셋으로 엽맥에 직접적인 상처를 내며 접종하는 방법과 엽맥에 직접적인 상처가 나지 않게 엽맥 근처에 접종 하는 방법을 잎 당 4회씩 수행하여 접종 위치에 따른 검은썩음병 발생을 조사하였다. 그리고 접종 방법에 따른 검은썩음병 발생 실험을 제외한 모든 실험은 핀셋으로 수공과 엽맥을 피해 잎 당 4회씩 상처 접종을 하였으며, 처리 당 양배추 유묘 10개씩 사용하였고 모든 실험은 2회 실시하였다.
접종 방법에 따른 양배추 검은썩음병 발생을 조사하기 위해 핀셋, 핀 및 가위를 이용한 4가지 방법으로 양배추 유묘의 본엽 1엽과 2엽에 병원균을 접종하였다. 핀셋(mouthtooth forceps) 접종은 Xcc 현탁액을 핀셋에 묻힌 후에 수공과 엽맥에 직접적인 상처가 나지 않게 엽맥(secondary vein) 옆의 엽육 가장자리에 잎 당 2회씩 길이 1 cm의 상처가 나도록 핀셋으로 집어 주었고, 핀 접종은 핀 18개를 묶어 Xcc 현탁액에 담근 후에 잎의 가로 직경이 가장 넓은 부위의 각 양쪽에 핀으로 찔러 접종하였다.
대상 데이터
양배추 검은썩음병 저항성 검정법을 확립하기 위해 시판 중인 양배추 3개 품종 ‘루비아’(한국다끼이), ‘오조라’(사카타코리아) 그리고 ‘그린핫’(아시아종묘)과 조은종묘로부터 분양 받은 양배추 4개 품종 ‘Saint’, ‘Joeun-ACE’, ‘Wonderball’ 및 ‘XCCR 500’을 실험에 사용하였다. 각 품종들의 양배추 검은썩음병에 대한 저항성 특성은 Table 1과 같다.
양배추 검은썩음병을 일으키는 X. campestris pv. campestris KACC 10377을 농촌 진흥청 농업유전자원센터(KACC)로부터 분양 받았으며, 균주의 장기 보관을 위하여 20% glycerol 용액에 현탁하여 −70℃ deep freezer에 저장하였다. Trypticase soy agar (TSA; Becton, Dickinson and Co.
데이터처리
6 이상은 감수성으로 판정하였으며, 처리 당 양배추 유묘 10개씩 사용하였고 모든 실험은 2회 실시하였다. 통계 분석은 SAS(SAS Institute, Inc., 1989, Cary, NC) 프로그램을 이용하여 ANOVA 분석을 하였으며, 처리 평균간 비교를 위하여 Duncan’s multiple range test(P = 0.05)를 실시하였다.
이론/모형
그 외 모든 실험은 22℃ 습실상에서 24시간 배양 후 22℃ 항온항습실로 옮겨 13−20일 동안 재배한 후에 양배추 검은썩음병의 발생을 조사하였다. 발병 정도는 Vicente 등(2001)의 기준을 참고하여 0= 병징이 없음, 1 = 약한 괴사 및 접종 부위 주변의 퇴록, 2 = 면적 1 cm2 이하의 전형적인 V 모양의 병반과 검은 엽맥, 4 = 면적 1 cm2 초과의 전형적인 V 모양의 병반과 검은 엽맥 등의 4단계로 처리한 1엽과 2엽 중 병 저항성 및 감수성이 뚜렷한 잎의 발병도를 조사하였다. 그리고 가위로 엽의 끝을 잘라 접종한 경우는 주맥을 기준으로 병반 길이를 조사하여 0= 건전, 1 = 0.
성능/효과
Staub와 Williams(1972)에 의해 검은썩음병에 대한 저항성과 감수성 양배추의 엽맥과 수공 접종에 의한 병 발생을 비교하면서 접종 위치의 중요성이 제기된 바 있다. 따라서 핀셋을 사용하여 엽맥에 직접적으로 접종하는 방법과 엽맥 주변 엽육에 접종하여 검은썩음병 발생을 비교한 결과, 엽맥에 접종한 경우에는 품종의 저항성이 품종의 특성과 큰 차이를 보였으며, 엽맥 근처에 접종하였을 때에는 저항성, 중도저항성 그리고 감수성 품종들의 특성이 효과적으로 나타났다(Fig. 2). 이는 레이스 특이적 저항성이 엽육에서 더 잘 발현되기 때문으로 생각된다.
Staub와 Williams(1972)는 양배추 유묘에 핀셋(mouth-tooth forceps)으로 Xcc 를 접종한 후에 16, 20, 24 및 28℃에서 재배하여 저항성및 감수성 양배추 품종들의 검은썩음병 발생을 실험한 결과, 28℃에서는 저항성 품종과 감수성 품종은 거의 차이가 없이 많은 검은썩음병 발생을 보였으나, 20−24℃에서는 양배추 품종의 저항성 잘 나타났다고 보고하였다. 본 실험에서도 세균 생육에 적온인 30℃에서는 병 저항성이 거의 나타나지 않았으나, 실험한 세 온도(22, 26, 30℃)중 양배추의 생육에 가장 좋은 온도인 22℃에서는 ‘루비아’, ‘오조라’, ‘그린핫’, ‘Saint’, ‘Joeun-ACE’, ‘Wonderball’, ‘XCCR 500’는 각각 2.8, 4.0, 2.3, 3.0, 0.9, 0.6, 0.6의 평균 발병도를 나타내며 품종간의 뚜렷한 저항성 차이를 보였다(Fig. 4).
이상의 결과로부터 검은썩음병(X. campestris pv. campestris)에 대한 양배추의 저항성을 검정하기 위해서는 파종 후 25 ± 5℃의 온실에서 4주 동안 재배한 4엽기 양배추 유묘의 본엽 1엽과 2엽의 엽맥에 직접적인 상처를 피하며 엽맥 옆의 엽육에 핀셋(mouth-tooth forceps)으로 접종하고 접종 후 22℃ 습실상에서 1일 동안 습실처리한 후에 22℃ 생육상에서 하루에 12시간 동안 광을 처리하면서 재배한 후에 병조사하는 것이 효율적이라고 생각된다. 본 연구에서 확립한 양배추 검은썩음병 저항성 품종 검정법은 앞으로 새로운 저항성 유전자원을 발굴하거나 분자마커 개발 및 저항성 유전자 규명 등의 연구를 수행할 때 유용하게 활용될 수 있을 것이다.
후속연구
Jensen 등(2005)에 의한 B. oleracea에 발생하는 검은썩음병의 저항성 검정 실험 중 정식 후 생육 기간에 차이를 두고 접종을 수행하여 수치상 차이가 확인된 바 있으나 야외에서 수행되었던 관계로 접종 시기뿐만 아니라 접종 초기의 강우량 차이도 있어 적절한 접종 시기에 대한 평가는 이루어지지 못하였다. 하지만 재배 기간이 충분하지 못할 경우 병의 진전이 원만하지 않고 길어지면 하위엽이 노화되고 낙엽이지는 증상이 발생하여 정확한 저항성 검정이 어려우므로 적절한 양배추 생육 시기에 접종하는 것이 필요하다.
campestris)에 대한 양배추의 저항성을 검정하기 위해서는 파종 후 25 ± 5℃의 온실에서 4주 동안 재배한 4엽기 양배추 유묘의 본엽 1엽과 2엽의 엽맥에 직접적인 상처를 피하며 엽맥 옆의 엽육에 핀셋(mouth-tooth forceps)으로 접종하고 접종 후 22℃ 습실상에서 1일 동안 습실처리한 후에 22℃ 생육상에서 하루에 12시간 동안 광을 처리하면서 재배한 후에 병조사하는 것이 효율적이라고 생각된다. 본 연구에서 확립한 양배추 검은썩음병 저항성 품종 검정법은 앞으로 새로운 저항성 유전자원을 발굴하거나 분자마커 개발 및 저항성 유전자 규명 등의 연구를 수행할 때 유용하게 활용될 수 있을 것이다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
검은썩음병은 어떤 환경에서 잘 발생하는가
병이 진전됨에 따라 엽맥의 도관을 덮고 있는 유조직 세포 또한 검어지고 식물은 점점 시들며 생육이 억제되어 마침내 이름처럼 썩어버린다(Slusarenko 등, 2000). 이 병은 상대습도 80−100%, 25−35°C에서 잘 발생하며, 지리적으로 널리 분포하여 피해를 주고 있다(Griesbach 등, 2003). Brassica 속 작물이나 배추과 잡초 등에도 침입 가능하고, 특히 B.
검은썩음병은 무엇에 의해 발생되는가?
Xanthomonas campestris pv. campestris에 의하여 발생하는 검은썩음병은 세계적으로 배추과 작물에 큰 피해를 일으키며(Kamoun 등, 1992; Williams, 1980), 도관세포가 검어지고 잎 가장자리에 V모양으로 황화되는 괴사 병반을 특징적으로 나타낸다(Smith, 1911; Stewart와 Harding, 1903; Sutton과 Williams, 1970). 병이 진전됨에 따라 엽맥의 도관을 덮고 있는 유조직 세포 또한 검어지고 식물은 점점 시들며 생육이 억제되어 마침내 이름처럼 썩어버린다(Slusarenko 등, 2000).
검은썩음병의 특징은 무엇인가?
Xanthomonas campestris pv. campestris에 의하여 발생하는 검은썩음병은 세계적으로 배추과 작물에 큰 피해를 일으키며(Kamoun 등, 1992; Williams, 1980), 도관세포가 검어지고 잎 가장자리에 V모양으로 황화되는 괴사 병반을 특징적으로 나타낸다(Smith, 1911; Stewart와 Harding, 1903; Sutton과 Williams, 1970). 병이 진전됨에 따라 엽맥의 도관을 덮고 있는 유조직 세포 또한 검어지고 식물은 점점 시들며 생육이 억제되어 마침내 이름처럼 썩어버린다(Slusarenko 등, 2000).
참고문헌 (31)
Bain, D. C. 1952. Reaction of Brassica seedlings to black rot. Phytopathology 42: 497-500.
Bain, D. C. 1955. Resistance of cabbage to black rot. Phytopathology 45: 35-37.
Cartea, M. E., Velasco, P., Obregon, S., Padilla, G. and Haro, A. D. 2008. Seasonal variation in glucosinolate content in Brassica oleracea crops grown in northwestern Spain. Phytochemistry 69: 403-410.
Dickson, M. H. and Hunter, J. E. 1987. Inheritance of resistance in cabbage seedlings to black rot. Hort. Sci. 22: 108-109.
Eum, H. L., Lee, Y. H., Hong, S. J., Shin, I. S. and Yeoung, Y. R. 2012. Quality change during harvest time and storage of various cabbages grown on high land by different transplanting times. J. Bio-Environ. Control 21: 95-101.
Griesbach, E., Loptien, H. and Miersch, U. 2003. Resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris (Pammel) Dowson in cabbage Brassica oleracea L. J. Plant Dis. Prot. 110: 461-475.
Guo, H., Dickson, M. H. and Hunter, J. E. 1991. Brassica napus sources of resistance to black rot of crucifers and inheritance of resistance. Hort. Sci. 26: 1545-1547.
Hunter, J. E., Dickson, M. H. and Ludwig, J. 1987. Source of resistance to black rot of cabbage expressed in seedlings and adult plants. Plant Dis. 71: 263-266.
Ignatov, A., Kuginuki, Y. and Hida, K. 1998. Race-specific reaction of resistance to black rot in Brassica oleracea. Eur. J. Plant Pathol. 104: 821-827.
Jensen, B. D., Massomo, S. M. S., Swai, I. S., Hockenhull, J. and Andersen, S. B. 2005. Field evaluation for resistance to the black rot pathogen Xanthomonas campestris pv. campestris in cabbage (Brassica oleracea). Eur. J. Plant Pathol. 113: 297-308.
Jo, S. J., Shim, S. A., Jang, K. S., Choi, Y. H., Kim, J. C. and Choi, G. J. 2012. Development of efficient screening method for resistant cabbage and broccoli to Plasmodiophora brassicae. Res. Plant Dis. 18: 86-92. (In Korean)
Kamoun, S., Kadmar, H. V., Tola, E. and Kado, C. I. 1992. Incompatible interaction between crucifers and Xanthomonas campestris involve a vascular hypersensitive response: Role of the hrpX locus. Mol. Plant-Microbe Interact. 5: 22-33.
Kocks, C. G., Ruissen, M. A., Zadoks, J. C. and Duijkers, M. G. 1998. Survival and extension of Xanthomonas campestris pv. campestris in soil. Eur. J. Plant Pathol. 104: 911-923.
Lee, S. O. 2007. Agricultural products story (21) Cabbage. Agrochemical News Magazine 28: 48. (In Korean)
Marthe, F., Scholze, P., Griesbach, E. and Ryschka, U. 2002. New resistances to black rot (Xanthomonas campestris pv. campestris), clubroot (Plasmodiophora brassicae), blackleg and leaf spots (Phoma lingam) from genus Brassica to enhance resistance in cabbage (Brassica oleracea). 13. Crucifer Genetics Workshop, Davis, USA. 88 pp.
Monakhos, G. F. and Djalilov, F. S. 2000. Genetic sources and methods for estimation of brassicas resistance to black rot. J. Russ. Phytopathol. Soc. 1: 83-88.
Oh, I. N., Choi, S. H., Park, S. Y., Lim, Y. P. and An, G. H. 2011. Effect of season, tissue position and color on content of amino acids in cabbage (Brassica oleracea). CNU J. Agr. Sci. 38: 79-86. (In Korean)
Quazi, M. H. 1988. Interspecific hybrids between Brassica napus and Brassica oleracea L. developed by embryo culture. Theor. Appl. Genet. 75: 309-318.
Schaad, N. W. and Dianese, J. C. 1981. Cruciferous weeds as sources of inoculum of Xanthomonas campestris in black rot of crucifers. Phytopathology 71: 1215-1220.
Slusarenko, A. J., Fraser, R. S. S. and van Loon, L. C. 2000. Mechanisms of resistance to plant diseases. In: Black Rot of Crucifers, ed. by A. M. Alvarez, pp. 21-52. Kluwer Academic Publishers, Netherlands.
Smith, E. F. 1911. Bacteria in Relation to Plant Diseases; History, General Considerations, Vascular Diseases. Vol. II. Carnegie Inst., Washington D. C. 262 pp.
Staub, T. and Williams, P. H. 1972. Factors influencing black rot lesion development in resistant and susceptible cabbage. Phytopathology 62: 722-728.
Taylor, J. D., Conway, J., Roberts, S. J., Astley, D. and Vicente, J. G. 2002. Sources and origin of resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica genomes. Phytopathology 92: 105-111.
Tonguc, M., Earle, E. D. and Griffiths, P. D. 2003. Segregation distortion of Brassica carinata derived black rot resistance in Brassica oleracea. Euphytica 134: 269-276.
Vicente, J. G., Conway, J., Roberts, S. J. and Taylor, J. D. 2001. Identification and origin of Xanthomonas campestris pv. campestris races and related pathovars. Phytopathology 91: 492-499.
Westman, A., Kresovich, S. and Dickson, M. H. 1999. Regional variation in Brassica nigra and other weedy crucifers for disease reaction to Alternaria brassicicola and Xanthomonas campestris pv. campestris. Euphytica 106: 253-259.
Williams, P. H., Staub, T. and Sutton, J. C. 1972. Inheritance of resistance in cabbage to black rot. Phytopathology 62: 247-252.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.