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표면반응분석을 이용한 오계 날개육 단백질 가수분해 최적 생산 공정 개발과 생산물의 특성 분석
Process Optimization of Meat Protein Hydrolysate of Ogae Wings by Response Surface Methodology and Its Characteristics Analysis 원문보기

한국유화학회지 = Journal of oil & applied science, v.33 no.2, 2016년, pp.293 - 303  

김아연 (중부대학교 식품생명과학과) ,  유선균 (중부대학교 식품생명과학과)

초록
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식물 및 동물성 유래 펩타이드 형태의 단백질 가수분해물은 항산화, 고혈압 완화, 면역조절, 진통완화 및 항균작용 등 생리활성이 있는 것으로 알려져 왔다. 본 연구는 연산 오계의 날개육 단백질로부터 bromelain 프로티아제를 이용하여 펩타이드 형태의 단백질 가수분해 최적공정을 수행하고 생성물의 특성을 분석하였다. 최적공정은 표면반응 분석법을 이용하여 수행을 하였고 공정의 범위는 반응온도 $40-60^{\circ}C$, 반응 pH 6-8, 효소의 농도 1-3%(w/v)이었다. 오계 날개육의 단백질 최적 효소가수분해 공정조건은 효소 반응온도 $48-50^{\circ}C$, 반응 pH 7.0-7.2, 효소의 양은 3%(w/v)에서 결정 되었다. 이때 단백질 가수분해 수율은 68-69%에 도달하였다. 생산된 대부분 가수분해물의 분자량들은 전형적인 펩타이드인 분자량 500-1,200 Da로 분포되었다. 생산된 펩타이드 중에 항산화 기능을 보여주는 소수성 아미노산들 histidine, proline, methionine, cystein, tyrosine, tryptophan, phenylalanine 들이 43.07%을 차지하였다. 또한 구성아미노산의 함량 glutamic acid가 전체 구성아미노산의 13.6%로 가장 많은 함량을 차지하여 건강 기능 식품소재로서 활용할 가치가 높을 것으로 기대를 한다.

Abstract AI-Helper 아이콘AI-Helper

Protein hydrolysate that shows physiological function such as antioxidant, suppression of hypertension, immunodulatory, alleviation of pain, and antimicrobial activity has been known as playing important role like hormone. This study was performed to optimize the hydrolysis of the wing's meat of Yos...

주제어

AI 본문요약
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제안 방법

  • 날개육 단백질 가수분해 표면 반응 실험 계획은 3개의 독립변수 즉, 효소반응온도(℃), 반응 pH, 효소의 농도(%)를 각각 50℃, pH 7, 2%로 하는 중심 런을 5번 반복을 포함하여 총 17개의 처리 조합으로 설계를 하였다. 박스-벤켄 설계 첫째는 계획된 실험에 따라 통계적으로 실험을 수행하고, 둘째는 수식 모델의 계수를 구하고, 셋째는 모델의 적합성을 판정하는 것으로 진행이 된다.
  • 단백질 가수분해 정도는 가수분해물의 아미노산 중에서 tyrosine 양을 대표로 하여 분석을 하였다. 오계 날개 육의 총 가수분해 값은 육 0.
  • 본 연구는 전통적으로 빈혈과 출혈 예방, 항산화, 항고혈압, 항염증, 진통완화, 및 간 보호 등 다양한 효능을 보여온 천연 기념물인 연산오계의 날개육으로부터 상업용 프로테아제를 이용하여 펩타이드 형태의 가수분해물 최적 제조공정에 관한 것으로 표면 반응 분석 기법을 이용하여 수행된 연구 결과들은 다음과 같다.
  • 오계육 단백질의 프로테아제를 이용한 가수분해 최적 조건에서 생산된 가수분해물의 분자량을 측정하였다. Fig.
  • 이러한 배경에서 본 연구에서 천연기념물 연산오계의 날개 육의 단백질을 bromelain 프로티아제 효소와 표면 반응 모델링 분석법을 이용하여 펩타이드 형 가수분해물 생산 최적공정을 확립하였다. 가수분해물의 분자량과 구성 아미노산의 분포 및 함량으로 분석하였다.

대상 데이터

  • 실험에 사용이 된 오계육은 지산농원(Nonsan City, Korea)에서 냉동 된 상태로 제공받았다. 단백질 분해 효소 bromelain은 Nobozymes Korea LTD (Seoul, Korea)에서 구입을 하였다. Folin ciocalteu`s phenol(FCP) 시약과 trichloroacetic acid(TCA)는 Sigma Company(Seoul, Korea)사로부터 구입을 하였다.
  • 실험에 사용이 된 오계육은 지산농원(Nonsan City, Korea)에서 냉동 된 상태로 제공받았다. 단백질 분해 효소 bromelain은 Nobozymes Korea LTD (Seoul, Korea)에서 구입을 하였다.

데이터처리

  • 실험 후에 확정 된 결과들의 통계분석은 Design Expert (Stat-ease Inc., Minneapolis, USA)를 사용하였다. 독립변수들의 값의 선택은 예비 실험에서 얻은 결과로부터 선택을 하여 X1 (온도)는 40℃ (-1), 50℃ (0), 60℃ (+1)로 정하고, X2 (pH)는 5.

이론/모형

  • ΔX는 1 단위만큼의 증가 또는 감소하는 값의 크기이다. 실험결과에 대한 분석은 표면 반응 분석법으로 사용을 하였으며 최적 공정 조건을 나타내는 다중 회귀식은 다음과 같다.
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질의응답

핵심어 질문 논문에서 추출한 답변
오골계의 효능은? 오골계는 예로부터 질병을 예방하고 건강을 개선하는 식품으로 알려져 왔는데, 효능으로는 적혈구의 생성을 촉진하여 빈혈과 출혈 예방, 항산화, 항고혈압, 항염증, 진통완화, 및 간 보호에 효과가 있는 것으로 보고되어 왔다[1-3]. 그 중 한국 재래 오골계인 연산 오계는 1980년 4월 우리나라 천연기념물 265호로 지정되어 중국이 원산지인 백봉 오골계와는 전혀 다른 품종으로서 몸집이 더 크고 깃털은 검고 발가락 수는 4개인 것이 특징이다[4].
연산 오계의 특징은? 오골계는 예로부터 질병을 예방하고 건강을 개선하는 식품으로 알려져 왔는데, 효능으로는 적혈구의 생성을 촉진하여 빈혈과 출혈 예방, 항산화, 항고혈압, 항염증, 진통완화, 및 간 보호에 효과가 있는 것으로 보고되어 왔다[1-3]. 그 중 한국 재래 오골계인 연산 오계는 1980년 4월 우리나라 천연기념물 265호로 지정되어 중국이 원산지인 백봉 오골계와는 전혀 다른 품종으로서 몸집이 더 크고 깃털은 검고 발가락 수는 4개인 것이 특징이다[4].
효소 반응으로 생산되는 저분자형 펩타이드들이 새로운 생물활성 소재로 이용될 가능성이 큰 이유는? 생리활성 단백질 가수분해물은 호르몬처럼 특정 세포의 수용기에 반응을 하여 생리적인 기능을 활성화하는 물질로 항산화, 고혈압 완화, 면역조절, 진통완화 및 항균작용이 있는 것으로 알려져 있으며, 기능성 식품, 치료식, 그리고 천연 약품으로 사용될 수 있다[10-11]. 또한 단백질 분해 효소에 의한 부분적 가수분해는 물성이나 용해도 등의 기능성을 크게 개선시킬 뿐 아니라, 영양적으로도 우수하고 산 또는 알카리 가수분해에 비해 독성이 거의 없으며, 생성되는 염의 양도 적기 때문에 식품소재로 적합한 것으로 알려졌다[12]. 따라서 효소 반응으로 생산되는 저분자형 펩타이드들은 새로운 생물활성 소재로 이용될 가능성이 크다고 하였다[13].
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참고문헌 (21)

  1. H.S. Chae, C.N. Ahn, Y.M. Yoo, J.S. Ham, J.M. Lee, S.K. Yoon. The effects of the high pressure boiled extracts (HPBE) of the ogol chicken with herbs on the hormones, cytokine, specific antibody of serum in rat. Korean J. Food Sci. Ani, 24: 283-292, 2004. 

  2. H.S. Chae, Y.M. Yoo, C.N. Ahn, B.Y. Cho, J.M. Park, J.M. Lee, Y.K. Kim, S.G. Yun, Y.I. Choi. Chemioal and sensory characteristics of boiled extracted from crossbred chicken as affected by the level of flavourzyme. K. J. Poultry science, 3: 11-16. 2003. 

  3. H.S. Yoo, K.H. Chung, K.J. Lee, D.H. Kim, J.H. An. Effect of Gallus gallus var. domesticus (Yeonsan ogolgye) extracts on osteoblast differentiation and osteoclast formation. Microbiol. Biotechnol. Lett. 43: 322-329, 2015. 

  4. C.M. Cho, C.K. Park, M.Y. Lee, I.D. Lew. Physicochemical characteristics of silky fowl (Gallus domesticus var. silkies). Korean J. Food Sci. Ani. 26: 306-314, 2006. 

  5. M. Darewicz, A. Iwaniak. Biologically active peptides derived from milk proteins. Medycyna Weterynaryjna-Veterinary Medicine-Science and Practice, 70: 348-354, 2014. 

  6. U. Grienke, J. Silke, D. Tasdemir. Bioactive compounds from marine mussels and their effects on human health. Food Chemistry, 142: 48-60, 2014. 

  7. K. Arihara, M. Ohata. Bioactive compounds in meat F. Toldra (Ed.), Meat biotechnology, Springer Science Business Media, LLC, New York, 231-249, 2008. 

  8. B. Cigic, M. Zelenik-Blatnik. Preparation and characterization of chicken egg white hydrolysate. Acta Chimica Slovenica, 51: 177-188, 2004. 

  9. E. Salminen, J. Rintala. Anaerobic digestion of organic solid poultry slaughterhouse waste a review. Bioresour. Technol., 83: 13-26, 2002. 

  10. E. Haque, R. Chand, S. Kapila. Biofunctional properties of vioactive peptides of nilk origin. Food Reviews International 25: 28-43, 2009. 

  11. J.H. Baek, E.J, Jeong, S.Y. Jeon, Y.J. Cha. Taste components of the hydrolysate of snow crab chionoecetes japonicus cooker effluent as precursors of crab flavorings. Kor J Fish Aquat Sci., 45: 232-237, 2012. 

  12. X. Fang, N. Xie, X. Chen, H. Yu, J. Chen. Optimization of antioxidant hydrolysate production from flying squid muscle protein using response surface methodology. Original Research Article Food and Bioproducts Processing. 90(4): 676-682, 2012. 

  13. H.W. Seo, E.Y. Jung, G.W. Go, G.D. Kim, S.T. Joo, H.S. Yang. Optimization of ydrolysis conditions for bovine plasma protein using response surface methodology. Original Research Article Food Chemistry. 185: 106-111, 2015. 

  14. Y. Guo, D. Pan, M. Tanokura. Optimisation of hydrolysis conditions for the production of the angiotensin-I converting enzyme (ACE) inhibitory peptides from whey protein using response surface methodology. Original Research Article Food Chemistry. 114: 328-333, 2009. 

  15. K. Hsu, G. Lu, C. Jao. Antioxidative properties of peptides prepared fromtuna cooking juice hydrolysates with Orientase (Bacillus subtilis). Food Research International, 42, 647.65, 2009. 

  16. J. Adler-Nissen. Enzymatid hydrolysis of proteins for increased solubility. J Afric Food Chem. 24: 1090-1093, 1976. 

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  18. O. Power, P. Jakeman. R.J. FitzGerald. Antioxidaive peptides: enzymatic production, in vitro and in vivo antioxidant activity and potensial application of milk-derived antioxidative peptides. Ammino Acid,. 44: 797-820, 2013. 

  19. L. You, M. Zhao, J.M. Regenstein, J. Ren. Changes in the antioxidant activity of loach (Misgurnus anguillicaudatus) protein hydrolysates during a simulated gastrointestinal digestion. Food Chemistry, 120, 810.816, 2010. 

  20. L. You, M. Zhao, J.M. Regenstein, J. Ren. Purification and identification of antioxidative peptides from loach (Misgurnus anguillicaudatus) protein hydrolysate by consecutive chromatography and electrospray ionization-mass spectrometry. Food Research International, 43, 1167.1173, 2010. 

  21. J. Ren, M. Zhao, J. Shi, J. Wang, Y. Jiang, C. Cui, Y. Kakuda, S.J. Xue. Purification and identification of antioxidant peptides from grass carp muscle hydrolysates by consecutive chromatography and electrospray ionization-mass spectrometry. Food Chemistry, 108, 727.736, 2008. 

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