본 연구는 넙치 양식장 시설 내로 유입되는 병원 미생물을 효과적으로 관리하기 위한 오존 처리 기준을 마련하고자 수행되었다. 유수식 환경에서 오존 주입량을 $0.3{\sim}3.0mg\;O_3L^{-1}$의 범위로 주입하면서 3분의 반응시간을 가진 후 ORP 320~410 mV에서 TRO가 $0.01{\pm}0.01mg\;L^{-1}$가 검출되었으며, 600 mV와 700 mV에서 $0.07{\pm}0.02mg\;L^{-1}$와 $0.16{\pm}0.03mg\;L^{-1}$가 검출되었다. 오존 처리에 따라 총세균수는 80.6~97.9%의 제거율을 나타내어 오존 처리를 통한 미생물 제거효과는 분명하게 나타났다. 230 g 넙치를 $8.0kg\;m^{-2}$ 밀도로 사육한 300~400 mV 실험구에서는 총세균수는 가장 낮은 값을 보였다. 특히 400~500 mV에서 Vibrio spp.와 그램음성균은 거의 검출되지 않았다. 일간사료섭취율은 300~500 mV에서 0.7% 이상을 나타내어 대조구인 자연해수보다 감소하지 않아 부작용이 적은 것으로 나타났다. 넙치 양식장으로 유입되는 병원 미생물은 유입수의 ORP 400 mV 수준에서 효율적으로 제거되는 것으로 조사되었다.
본 연구는 넙치 양식장 시설 내로 유입되는 병원 미생물을 효과적으로 관리하기 위한 오존 처리 기준을 마련하고자 수행되었다. 유수식 환경에서 오존 주입량을 $0.3{\sim}3.0mg\;O_3L^{-1}$의 범위로 주입하면서 3분의 반응시간을 가진 후 ORP 320~410 mV에서 TRO가 $0.01{\pm}0.01mg\;L^{-1}$가 검출되었으며, 600 mV와 700 mV에서 $0.07{\pm}0.02mg\;L^{-1}$와 $0.16{\pm}0.03mg\;L^{-1}$가 검출되었다. 오존 처리에 따라 총세균수는 80.6~97.9%의 제거율을 나타내어 오존 처리를 통한 미생물 제거효과는 분명하게 나타났다. 230 g 넙치를 $8.0kg\;m^{-2}$ 밀도로 사육한 300~400 mV 실험구에서는 총세균수는 가장 낮은 값을 보였다. 특히 400~500 mV에서 Vibrio spp.와 그램음성균은 거의 검출되지 않았다. 일간사료섭취율은 300~500 mV에서 0.7% 이상을 나타내어 대조구인 자연해수보다 감소하지 않아 부작용이 적은 것으로 나타났다. 넙치 양식장으로 유입되는 병원 미생물은 유입수의 ORP 400 mV 수준에서 효율적으로 제거되는 것으로 조사되었다.
This study assessed the effect of ozone to control pathogenic bacteria in inlet water flowing to flounder farms, establishing operational parameters of ozonation at seawater conditions. Hydraulic retention time in a reaction pipeline after ozonation was fixed at 3 minutes in a flow through system. C...
This study assessed the effect of ozone to control pathogenic bacteria in inlet water flowing to flounder farms, establishing operational parameters of ozonation at seawater conditions. Hydraulic retention time in a reaction pipeline after ozonation was fixed at 3 minutes in a flow through system. Concentrations of total residual oxidant (TRO) by ozonation were measured according to different ozonation intensities. The oxidant reduction potential (ORP), which is indirect but enables real-time measurement, was measured in relation to TRO values. TRO values were $0.01{\pm}0.01mg\;L^{-1}$ at an ORP range of 320-410 mV, $0.07{\pm}0.02mg\;L^{-1}$ at 600 mV, and $0.16{\pm}0.03mg\;L^{-1}$ at 700 mV. A heterotrophic marine bacteria colony was reduced by 80.6-97.9%, showing the suppression effect of ozonation on total bacteria in inlet water. At an ORP range of 400-500 mV, colonies of heterotrophic marine bacteria, Vibrio spp., and gram negative bacteria were significantly reduced in outlet water from a culture tank with ongrowing flounder (230 g) at a stocking density of $8kg\;m^{-2}$. Especially, Vibrio spp. and gram negative bacteria were seldom found at 400-500 mV. The daily feeding rate was from over 0.7% to total body weight at 300-500 mV, showing better performance than that in the control. The pathogenic bacteria entering the flounder farm were effectively removed when the ORP range to 400 mV or less.
This study assessed the effect of ozone to control pathogenic bacteria in inlet water flowing to flounder farms, establishing operational parameters of ozonation at seawater conditions. Hydraulic retention time in a reaction pipeline after ozonation was fixed at 3 minutes in a flow through system. Concentrations of total residual oxidant (TRO) by ozonation were measured according to different ozonation intensities. The oxidant reduction potential (ORP), which is indirect but enables real-time measurement, was measured in relation to TRO values. TRO values were $0.01{\pm}0.01mg\;L^{-1}$ at an ORP range of 320-410 mV, $0.07{\pm}0.02mg\;L^{-1}$ at 600 mV, and $0.16{\pm}0.03mg\;L^{-1}$ at 700 mV. A heterotrophic marine bacteria colony was reduced by 80.6-97.9%, showing the suppression effect of ozonation on total bacteria in inlet water. At an ORP range of 400-500 mV, colonies of heterotrophic marine bacteria, Vibrio spp., and gram negative bacteria were significantly reduced in outlet water from a culture tank with ongrowing flounder (230 g) at a stocking density of $8kg\;m^{-2}$. Especially, Vibrio spp. and gram negative bacteria were seldom found at 400-500 mV. The daily feeding rate was from over 0.7% to total body weight at 300-500 mV, showing better performance than that in the control. The pathogenic bacteria entering the flounder farm were effectively removed when the ORP range to 400 mV or less.
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문제 정의
따라서 본 연구는 유수식 양식장 시설 내로 유입되는 병원 미생물을 효과적으로 처리하기 위하여 오존 처리에 따른 산화환원전위 (oxidation reduction potential; ORP)와 TRO값의 상관관계를 정립하여 향후 오존의 운전 및 모니터링에 활용하고자 하였으며, 오존 처리의 유효성과 생물 안전성을 판단하고자 미생물 변화, 용존산소 및 사육 어류의 사료섭취량 변화를 조사하였다.
본 연구는 넙치 양식장 시설 내로 유입되는 병원 미생물을 효과적으로 관리하기 위한 오존 처리 기준을 마련하고자 수행되었다. 유수식 환경에서 오존 주입량을 0.
제안 방법
실험은 넙치를 사육하면서 유입수, 사육수 및 배출수의 수질과 배출수 미생물의 변화를 Exp. I과 같은 방법으로 조사하였고, 자연해수와 오존 처리 시 수조 내의 용존산소 변화를 연속적으로 조사하였으며, ORP 수준에 따른 넙치의 위해 반응을 조사하기 위하여 일간사료섭취율도 조사하였다. 총 암모니아성 질소는 salicylate-hypochlorite method, 아질산성 질소는 Diazotization Method로 연속흐름분석기 (SAN++ Con-tinuous Flow Analyzer, Skalar, Holland)를 이용하여 측정하였다.
각 단계별로 24시간씩 가동하면서 오존 처리후 양식 수조로 유입되기 직전의 사육수를 매 6시간 간격 (4회/1일)으로 채수하여 오존 처리수의 잔류오존량, 총잔류산화물 (TRO), 화학적산소요구량 (Chemical oxygen demand; COD) 및 현탁고형물 (suspended solids; SS)을 측정하였다. ORP 센서는 MR-1K (Nichia Sangyo, Japan)를 이용하였으며, 유입수의 ORP값 조절은 오존발생기와 연결된 WSO-100 (DIK, Korea)을 이용하였다. Ozone은 Indigo method로, TRO는 DPD method로 분광광도계 (HACH DR 4000, USA)를 사용하여 현장에서 분석하였다.
넙치 사육수의 오존 처리 효과를 조사하기 위하여 Fig. 1과 같은 원형 PP 사육조를 이용하여 유수식 (flow through system)으로 운전하였다.
넙치를 사육하면서 오존 처리수를 사용하여 사육수와 배출수의 수질 환경을 조사하였다. 오존을 0.
0 kg m-2)를 사용하였다. 사료는 시판용 해산어류 사료 (밀레니엄, 우성사료)를 1일 2회로 나누어 만복 (ad libitum) 공급하였다. 실험은 넙치를 사육하면서 유입수, 사육수 및 배출수의 수질과 배출수 미생물의 변화를 Exp.
양식어류가 있는 상태 (사육밀도 8.0 kg m-2)에서 사육수에 오존을 주입하고 용존산소량의 변화를 조사하였다 (Fig. 5). 오존 무처리에서는 유입수, 사육수조 내 그리고 배출수의 용존산소량은 각각 7.
양식원수의 오존 처리 효과를 알아보기 위하여 오존 주입량을 0.3~3.0 mg O3 L-1의 범위로 주입하면서 ORP값을 기준으로 250 (자연해수), 290, 320, 350, 380, 410, 500, 600 및700 mV로 9단계로 조절하였다. 각 단계별로 24시간씩 가동하면서 오존 처리후 양식 수조로 유입되기 직전의 사육수를 매 6시간 간격 (4회/1일)으로 채수하여 오존 처리수의 잔류오존량, 총잔류산화물 (TRO), 화학적산소요구량 (Chemical oxygen demand; COD) 및 현탁고형물 (suspended solids; SS)을 측정하였다.
0 m)를 이용하여 유수식으로 운전하면서 실험을 수행하였다. 오존 처리된 유입수는 오존 용해기와 오존 반응부를 거쳐 3분의 반응 시간을 가진 뒤 사육조로 유입되도록 설계하였다. 수조의 환수율은 일간 24회전을 유지하였다.
1과 같은 원형 PP 사육조를 이용하여 유수식 (flow through system)으로 운전하였다. 유수식 환경에서 오존을 0.3~3.0 mg O3 L-1의 범위로 주입하면서 ORP 기준으로 200~300 (자연해수), 300~400, 400~500, 500~600 및 600~700 mV 범위로 구획하여 각각 24시간씩 실험하였다. 실험에 사용된 넙치는 평균 체중 230 g 크기 450마리 (사육밀도 8.
대상 데이터
본 연구는 Fig. 1과 같이 강원도립대학교 내 어류양식실험실에 있는 원형 PP 수조 (ø4.0 m× H 1.0 m)를 이용하여 유수식으로 운전하면서 실험을 수행하였다.
0 mg O3 L-1의 범위로 주입하면서 ORP 기준으로 200~300 (자연해수), 300~400, 400~500, 500~600 및 600~700 mV 범위로 구획하여 각각 24시간씩 실험하였다. 실험에 사용된 넙치는 평균 체중 230 g 크기 450마리 (사육밀도 8.0 kg m-2)를 사용하였다. 사료는 시판용 해산어류 사료 (밀레니엄, 우성사료)를 1일 2회로 나누어 만복 (ad libitum) 공급하였다.
실험에 사용된 오존 처리 시스템은 산소 발생기 (Oxus-7L, Korea), 오존발생기 (OZN-100, Ozone Engineering, Korea), 용해기 (ø0.25× 1.0 m, SUS316)와 냉각기 (Daeil, Korea), 누출 오존센서 (Ozone solution, USA), 용존 오존측정기 (ATI Q45H, USA) 등으로 구성하였다.
데이터처리
본 실험에 대한 결과는 mean±S.D.로 나타내었고, SPSS ver. 17.0 프로그램을 이용하여 유의성 검정을 하였다.
이론/모형
Ozone은 Indigo method로, TRO는 DPD method로 분광광도계 (HACH DR 4000, USA)를 사용하여 현장에서 분석하였다. COD는 과망간산칼륨-알칼리법으로 측정하였고, SS는 유리섬유여과법(GF/C)으로 측정하였다.
ORP 센서는 MR-1K (Nichia Sangyo, Japan)를 이용하였으며, 유입수의 ORP값 조절은 오존발생기와 연결된 WSO-100 (DIK, Korea)을 이용하였다. Ozone은 Indigo method로, TRO는 DPD method로 분광광도계 (HACH DR 4000, USA)를 사용하여 현장에서 분석하였다. COD는 과망간산칼륨-알칼리법으로 측정하였고, SS는 유리섬유여과법(GF/C)으로 측정하였다.
멸균 해수병으로 채수한 사육수의 총세균 (heterotroph marine bacteria)은 Marine agar (DifcoTM Marine agar 2216, Becton, France)를, Vibrio spp.는 TCBS agar (DifcoTM TCBS agar 265020, Becton, France)를, 그램음성균 (gram-negative bacteria)은 MacConkey agar (BBLTM MacConkey agar 211 387, Becton, France)를 사용하였고, 세부적인 부분은 Park et al. (2013)의 방법을 준용하여 실험하였다.
I과 같은 방법으로 조사하였고, 자연해수와 오존 처리 시 수조 내의 용존산소 변화를 연속적으로 조사하였으며, ORP 수준에 따른 넙치의 위해 반응을 조사하기 위하여 일간사료섭취율도 조사하였다. 총 암모니아성 질소는 salicylate-hypochlorite method, 아질산성 질소는 Diazotization Method로 연속흐름분석기 (SAN++ Con-tinuous Flow Analyzer, Skalar, Holland)를 이용하여 측정하였다.
성능/효과
3과 같다. TRO 농도 대비 ORP 측정값은 등간격으로 증가하지 않았으며 ORP 400 mV 이후에는 TRO 농도에 비하여 급격하게 상승하는 것을 알수 있다. 반면 생물 사육에 적용할 수 있는 농도인 TRO 0~ 0.
01 mg L-1로 검출되었으나, 사육수와 배출수에서는 검출되지 않았다. TRO는 오존이 주입되는 모든 실험구의 유입수에서 검출되었으며, ORP기준으로 200~300 (자연해수), 300~400, 400~500, 500~ 600 및 600~700 mV 범위에서 각각 0.02, 0.05, 0.07, 0.07 mg L-1의 농도를 보였으나 사육수와 배출수에서는 오존과 마찬가지로 검출되지 않았다. 수중 암모니아성 질소는 대조구 유입수에서 0.
2011). 그러나 본 실험에서 ORP 600 mV 이하에서 TRO 최대 농도는 0.07 mg L-1로 나타나 생물에 단기적으로는 안정적인 수준으로 나타났다.
2001). 그러나 오존 처리에 따른 사육용수의 유기물 제거 효율을 알아본 본 실험에서 COD와SS 모두 ORP값에 따른 제거효율이 농도 의존적으로 명확하게 나타나지 않았다.
이번 실험에서도 오존처리에 따라 유입수의 암모니아 저감 효과를 확인할 수 있었으나, 암모니아의 산화물인 아질산의 감소 효과는 확인할 수 없었다. 또한 오존 처리로 인해 ORP값이 상승할수록 배출수의 미생물 감소효과를 확인할 수 있었다. 따라서 오존의 수중 반응성은 고형 유기물보다는 미생물이나 용존되어 있는 암모니아성 질소에 먼저 산화반응을 일으키는 것으로 여겨진다.
1997). 본 연구에서 오존 처리한 해수는 수중 미생물의 80% 이상을 제거하는 것으로 조사되었으나, COD나 SS로 대변되는 수중 유기물의 산화 효과는 크게 나타나지 않았다. Tango and Gagnon (2003)은 오존은 수중의 암모니아와 반응하게 되면 암모니아를 질소 가스 형태로 전환함으로써 수중으로부터 암모니아를 일부 제거할 수 있다고 하였다.
07 mg L-1의 농도를 보였으나 사육수와 배출수에서는 오존과 마찬가지로 검출되지 않았다. 수중 암모니아성 질소는 대조구 유입수에서 0.031 mg L-1 농도였으나 ORP 400~500 mV실험구 이상의 유입수에서 대부분이 제거되는 것으로 나타났다. 그러나 COD, SS 및 아질산성 질소는 오존 처리에 따른 명확한 제거효과가 없었다 (Table 2).
오존 처리된 해수에서 잔류 오존은 빠른 반응성으로 인해 전 실험구에서 검출되지 않았으며, TRO는ORP 290 mV까지는 검출되지 않았으나 320~410 mV까지0.01±0.01 mg L-1가 검출되었으며, 600 mV와 700 mV에서각각 0.07±0.02 mg L-1와 0.16±0.03 mg L-1가 검출되었다.
오존 처리수로 사육하였을 때 넙치에 미치는 안전성을 평가하기 위하여 일간사료섭취율을 조사한 결과 오존 처리하지 않은 자연해수의 일간사료섭취율은 0.71±0.10%를 나타내었으며, 오존 처리수의 일간사료섭취율은 0.57~0.77% 범위를 나타내었다 (Fig. 6).
03 mg L-1가 검출되었다. 오존 처리에 따라 총세균수는 80.6~ 97.9%의 제거율을 나타내어 오존 처리를 통한 미생물 제거효과는 분명하게 나타났다. 230 g 넙치를 8.
오존 처리하지 않은 해수인 ORP 250 mV의 배출수의총 세균수는 7.16 × 103 CFU mL-1이었으나, ORP 300~400 mV에서 1.18× 103 CFU mL-1로 약 83%의 총 세균수 감소가 있었다.
6). 오존 처리한 ORP 300~500 mV 범위에서 사육한 넙치의 일간사료섭취율이 비처리구인 자연해수로 키웠을 때보다 오히려 높게 나타났다. 그러나 ORP 500 mV 이상의 실험구에서는 자연해수보다 낮은 일간사료섭취율을 보였다.
넙치를 사육하면서 오존 처리수를 사용하여 사육수와 배출수의 수질 환경을 조사하였다. 오존을 0.3~3.0 mg O3 L-1의 범위로 주입하면서 ORP값을 500~600 mV 이상으로 유지한 실험구의 유입수에서 오존이 0.01 mg L-1로 검출되었으나, 사육수와 배출수에서는 검출되지 않았다. TRO는 오존이 주입되는 모든 실험구의 유입수에서 검출되었으며, ORP기준으로 200~300 (자연해수), 300~400, 400~500, 500~ 600 및 600~700 mV 범위에서 각각 0.
유수식 환경에서 오존 주입량을 0.3~3.0 mg O3 L-1의 범위로 주입하면서 3분의 반응시간을 가진 후 ORP 320~410 mV에서 TRO가 0.01±0.01 mg L-1가 검출되었으며, 600 mV와 700 mV에서 0.07±0.02 mg L-1와 0.16±0.03 mg L-1가 검출되었다.
Tango and Gagnon (2003)은 오존은 수중의 암모니아와 반응하게 되면 암모니아를 질소 가스 형태로 전환함으로써 수중으로부터 암모니아를 일부 제거할 수 있다고 하였다. 이번 실험에서도 오존처리에 따라 유입수의 암모니아 저감 효과를 확인할 수 있었으나, 암모니아의 산화물인 아질산의 감소 효과는 확인할 수 없었다. 또한 오존 처리로 인해 ORP값이 상승할수록 배출수의 미생물 감소효과를 확인할 수 있었다.
와 그램음성균은 거의 검출되지 않았다. 일간사료섭취율은 300~500 mV에서 0.7% 이상을 나타내어 대조구인 자연해수보다 감소하지 않아 부작용이 적은 것으로 나타났다. 넙치 양식장으로 유입되는 병원 미생물은 유입수의 ORP 400 mV 수준에서효율적으로 제거되는 것으로 조사되었다.
특히 ORP 380 mV에서 0.23× 102 CFU mL-1를 보여 미생물 수가 현저히 감소하는 효과를 나타내었으며 그 이상의 ORP 범위에서도 낮은 미생물 수를 보였다.
후속연구
따라서 오존의 수중 반응성은 고형 유기물보다는 미생물이나 용존되어 있는 암모니아성 질소에 먼저 산화반응을 일으키는 것으로 여겨진다. 결과적으로 넙치 양식장의 병원성 미생물을 안정적으로 유지하기 위해서는 유입수의 ORP를 400 mV 수준으로 유지시켜주는 것이 적절한 것으로 판단되나 추후 장기적인 사육 실험을 통해 생물 안정성에 대한 세밀한 조사가 필요하리라 생각된다.
TRO 농도 대비 ORP 측정값은 등간격으로 증가하지 않았으며 ORP 400 mV 이후에는 TRO 농도에 비하여 급격하게 상승하는 것을 알수 있다. 반면 생물 사육에 적용할 수 있는 농도인 TRO 0~ 0.05 mg L-1의 구간에서는 ORP값을 이용한 TRO값의 분리능이 현저하게 떨어지는 것을 확인할 수 있었으며, 추후 양식에서 오존을 산업적으로 널리 이용하기 위해서는 ORP 측정보다는 TRO값을 이용하여 총산화물의 농도를 모니터링하는 것이 더욱 유용할 것으로 판단된다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
양식장의 병원성 미생물을 차단하기 위해 주로 사용하는 방법은?
양식장의 병원성 미생물을 차단하기 위하여 다양한 방법이 이용되고 있으나, 주로 양식용수나 사육수를 오존, UV, 전기분해, 플라즈마 등과 같은 소독 장치를 주로 활용한다. 그러나 방역을 위한 장비 선정에는 병원성 미생물의 소독효과는물론 장비의 가격이나 안전성 확보가 중요한 요인이 된다.
넙치란 무엇인가?
넙치 (Paralichthys olivaceus)는 우리나라 양식생산량 1위를 차지하는 중요 어종이나 최근 연안역의 오염 등으로 어류 질병이 만연하는 등의 어려움으로 생산량은 정체되고 있다. 이는 소비 부진이 한 원인일 수 있으나 고밀도 사육 및양식 원수의 자가오염으로 인한 양식장 사육 환경의 악화로 발생하는 질병 감염이 주 원인으로 알려져 있다 (Cho et al.
오존의 강력한 산화력을 이용하여 양식용수 소독에 사용하면 어떤 방법으로 수질개선 효과를 얻을 수 있는가?
오존 (O3)은 불소 다음으로 강력한 산화력을 가지고 있어 양식용수의 소독에 널리 사용하고 있다. 이러한 산화력으로 양식용수의 소독, 질소 및 황화합물 같은 무기물질의 산화, 색도유발 물질 제거, 유기물질의 분해, 각종 병원균 사멸, 바이러스 불활성화 등의 수질개선 목적으로 널리 이용되고 있다 (Hwang et al. 1991; Summerfelt and Hochheimer 1997).
참고문헌 (23)
Braaten BT, PP Jacobsen and K Maroni. 1986. Risk from selfpollution in aquaculture evaluation and consequences. pp. 139-165. In Efficiency in Aquaculture Production: Disease and Control. Proceedings, The 3rd International Conference on Aquafarming 'Aquacoltura 86' (Grimalid E and H Rosenthal eds.). Verona, Italy.
Cho MY, HJ Ha, JG Min, TJ Kim, BY Jee, SH Park, SD Hwang, KI Kim, YH Jang and MA Park. 2015. Improvement and assessment criteria on disease control level in olive flounder aquaculture farms. J. Fish. Mar. Sci. Edu. 27:1646-1655.
Hwang SY, GS Lee and BS Kim. 1991. A study on the ozonation of organic materials in sewage and waste water. Kor. J. Sanit. 6:103-108.
Kim HY, MJ Oh and SJ Jung. 1999. Acute toxicity ozone on survival and physiological conditions of olive flounder, Paralichthys olivaceus. J. Fish Pathol. 12:32-41.
Krumins V, J Ebeling and F Wheaton. 2001. Part-day ozonation for nitrogen and organic carbon control in recirculation aquaculture systems. Aquac. Eng. 24:231-241.
Morita J, T Suzuki, S Kimura, A Hara and K Takama. 1995. Effect of low level ozone exposure on the serum TBA-reactive substance (TBA-RS) level and superoxide dismutase and catalase in rainbow trout. Fish. Sci. 61:890-891.
Muir JF. 1982. Recirculated water system in aquaculture. pp. 357-447. In Recent Advanced in Aquaculture (Muir JF and RJ Roberts eds.). Westview Press, Boulder Co.
NFRDI. 2006. Standard manual of olive flounder culture. National Fisheries Research and Development Institute, Busan. p. 192.
Oh MJ, HY Kim and HS Cho. 1999. Disinfection of culture water supply by ozonization I. Susceptibility of some fishpathogenic bacteria isolated from culture marine fish. J. Fish Pathol. 12:42-48.
Paller MH and RC Heidinger. 1980. Mechanisms of delayed ozone toxicity to bluegill Lepomis macrochirus (Rafinesque). Environmental Pollution Series A-Ecological and Biological 22:226-239.
Park J, PK Kim, T Lim and HV Daniels. 2013. Ozonation in seawater recirculating systems for black seabream Acanthopagrus schlegelii (Bleeker): Effects of solids, bacteria, water clarity, and color. Aquac. Eng. 55:1-8.
Reiser S, JP Schroeder, S Wuertz, W Kloas and R Hanel. 2010. Histological and Physiological alterations in juvenile turbot (Psetta maxima L.) exposed to sublethal concentrations of ozone-produced oxidants in ozonated seawater. Aquaculture 307:157-164.
Reiser S, S Wuertz, JP Schroeder, W Kloas and R Hanel. 2011. Risks of seawater ozonation in recirculation aquacultureeffects of oxidative stress on animal welfare of juvenile turbot (Psetta maxima L.). Aquat. Toxicol. 105:508-517.
Richardson LB, DT Burton, RM Block and AM Stavola. 1983. Lethal and sublethal exposure and recovery effects of ozoneproduced oxidants on adult white perch (Morone americana Gmerlin). Water Res. 17:205-213.
Ritola O, LD Peters, DR Livingstone and P Lindstrom-Seppa. 2002. Effects of in vitro exposure to ozoe and/or hyperoxia on superoxide dismutase, catalase, glutathione and lipid peroxidation in red blood cells and plasma of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum). Aquac. Res. 33:165-175.
Schroeder JP, A Gartner, U Waller and R Hanel. 2010. The toxicity of ozone-produced oxidants to the Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei. Aquaculture 305:6-11.
Schroeder JP, SF Klatt, M Schlachter, Y Zablotski and S Keutr. 2015. Impact of ozonation and residual ozone-produced oxidants on the nitrification performance of moving-bed biofilters from marine. Aquac. Eng. 65:27-36.
Summerfelt ST, JA Hankins, AW Weber and MD Durant. 1997. Ozonation of a recirculating rainbow trout culture system: II. Effects on microscreen filtration and water quality. Aquaculture 158:57-67.
Wedemeyer GA, NC Nelson and WI Yasutake. 1979. Physiological and biochemical aspects of ozone toxicity to rainbow- trout (Salmo gairdneri). J. Fish. Res. Board Can. 36: 605-614.
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