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초임계 역상 증발법을 이용한 대두 레시틴 리포좀의 제조 및 특성
Preparation and Properties of Soybean Lecithin Liposome using Supercritical Reverse Phase Evaporation Method 원문보기

한국유화학회지 = Journal of oil & applied science, v.27 no.4, 2010년, pp.391 - 398  

이미진 (씨엔에이 바이오텍(주)) ,  정노희 (충북대학교 공업화학과) ,  장부식 (씨엔에이 바이오텍(주))

Abstract AI-Helper 아이콘AI-Helper

Soybean lecithin liposomes composed phosphatidyl choline, phosphatidyl ethanolamine, phosphatidyl inositol and phosphatidic acid were prepared by using the previously developed supercritical reverse phase evaporation method. The effect of phospholipid composition on the formation of liposomes and ph...

주제어

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제안 방법

  • 복제를 강화하기 위하여 일반 투사에서 탄소에 의하여 따른다. 그때 아세톤과 증류수로 세척 후 구리그리드 메쉬에 옮겨 투과전자현미경(JEM-1200EX, JEOL Co. 사제)으로 관찰하였다.
  • 리포좀 구조에 대한 인지질들의 조성에 대한 영향은 냉동투과전자현미경에 의하여 시험하였다. Fig.
  • 즉, phosphatidyl choline(PC), phosphatidyl ethanol amine(PE), phosphatidyl inositol(PI) 및 phosphatidic acid(PA) 등 구성성분의 조성이 다른 대두레시틴을 사용하여 세 종류의 리포좀을 제조하였다. 리포좀을 형성하는데 인지질의 구조적 역할과 물리화학적 성질 등을 트래핑 효율 측정, 투과 전자현미경, 열역학적 빛 산란 및 제타포텐샬 측정 등을 이용하여 실험하였다.
  • 리포좀의 분산성의 인지질 조성에 대한 영향은 리포좀의 분산상에 대하여 시각적 관찰로 검토하였다. Fig.
  • scRPE-방법을 리포좀 제조에 실제로 이용한 것은 인지질의 종류와 함량에 따른 리포좀의 안정성 및 물리화학적 성질이 다른 것을 제조할 수 있기 때문이다. 즉, phosphatidyl choline(PC), phosphatidyl ethanol amine(PE), phosphatidyl inositol(PI) 및 phosphatidic acid(PA) 등 구성성분의 조성이 다른 대두레시틴을 사용하여 세 종류의 리포좀을 제조하였다. 리포좀을 형성하는데 인지질의 구조적 역할과 물리화학적 성질 등을 트래핑 효율 측정, 투과 전자현미경, 열역학적 빛 산란 및 제타포텐샬 측정 등을 이용하여 실험하였다.

대상 데이터

  • 리포좀 분산체는 냉동장치(Leica EM CPC, Leica Co.사제)를 사용하여 액체프로판을 이용 하여 완전 냉동시켰다. 냉동된 시료는 -150℃에서 냉동모형제조장치(FR-7000Å, Hitachi Science Co.
  • 5% PE였다. 본 실험에서 관찰된 침전들은 PC보다 낮은 용해도 갖는 PE, PI 및 PA 이다. 최초 증류수량이 줄어 지속적으로 증류수를 첨가하는 과정에서 셀의 내부는 수용액 상이 투명상으로 된다.
  • 세 종류의 대두레시틴 CNA-Ⅰ, CNA-Ⅱ 및 CNA-O는 CNABIOTECH Co., Ltd사제이고 이를 리포좀을 제조하는데 사용하였다. CNABIOTECH Co.
  • scRPE-방법에 의하여 제조된 리포좀들은 보통 성형장치(Lipex Biomembranes, Canada 제) 로 60℃ 성형하여 축소시켰다. 액면 크기 200 nm크기의 리포좀을 얻기 위해 폴리탄산휠타 (200nm, Nucleopre, USA)를 사용하였다. 리포좀의 입자크기는 열역학적 광산란법에 의하여 결정하였고 사이즈 분포는 Dynamic Light Scattering Malvern사의 모델 Zetasizer Nano S90를 사용하여 30℃에서 측정하였다.
  • 에탄올(99.8%)은 Wako제 특급을 사용하였고, 수용성 매개물의 트래핑 효율을 시험하기 위하여 D-(+)-glucose(98%)는 Aldrich제를 구입하여 사용하였다. 주사용 증류수는 2차 이온수를 용매로 사용하였다.

이론/모형

  • 3. Freeze fracture electron micrographs liposomes prepared by scRPE method
  • 4. Time dependence of liposomal solutions prepared by sc-RPE method. (a) CNA-Ⅰ; (b) CNA-Ⅱ; (c) CNA-O
  • 액면 크기 200 nm크기의 리포좀을 얻기 위해 폴리탄산휠타 (200nm, Nucleopre, USA)를 사용하였다. 리포좀의 입자크기는 열역학적 광산란법에 의하여 결정하였고 사이즈 분포는 Dynamic Light Scattering Malvern사의 모델 Zetasizer Nano S90를 사용하여 30℃에서 측정하였다. 광원은 파장이 533nm에서 다이오드 펌프 고체상 레이져이고 산란각은 90°였다.
  • 리포좀의 제타포텐샬은 pH 6.5에서 NICOMP 380ZLS(Particle Sizing System Co. 사제)를 사용하므로서 레이져 도플러 방법(Hetero법)을 가지고 측정하였다. 이 방법은 파티클에 의한 레이져 빛 산란의 빈도전환(frequency shift)인 도플러 전환(doppler shift)을 기초로 한 전자영역에서 움직이는 입자들의 전자이동변동성과 제타전위로 주워진다.
  • 본 연구에서는 sc-CO2를 이용한 리포좀의 제조방법을 인용하였다[22]. 즉, 단순 단계로 sc-CO2와 에탄올을 혼합용매로 사용하여 리포좀을 제조하는 초임계 역상 증발법(scRPE-법) 으로 다른 유기용매는 사용하지 않았다.
  • 튜브 안의 리포좀은 에탄올 첨가로 파괴된다. 용액 내의 글루코오스량은 mutarotase GOD법[23]에 의하여 스펙트로 메타(MPS-2000, Shimazu제)로 측정한다.
  • 를 이용한 리포좀의 제조방법을 인용하였다[22]. 즉, 단순 단계로 sc-CO2와 에탄올을 혼합용매로 사용하여 리포좀을 제조하는 초임계 역상 증발법(scRPE-법) 으로 다른 유기용매는 사용하지 않았다. scRPE-방법을 리포좀 제조에 실제로 이용한 것은 인지질의 종류와 함량에 따른 리포좀의 안정성 및 물리화학적 성질이 다른 것을 제조할 수 있기 때문이다.
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질의응답

핵심어 질문 논문에서 추출한 답변
리포좀이란? 리포좀은 수용액에서 양친매성 지질분자들이 스스로 서로 모여 이루어지는 콜로이드 구조상이다. 리포좀들은 내부액상에 지질이중층 캡슐로 스스로 밀착하여 구면을 이루고[4], 생물학적 멤브레인과 비슷한 구조와 기능을 가지고 있기 때문에 생물학적 멤브레인에 대한 모델로 오랫동안 사용되어 왔다[5~9].
레시틴은 오랫동안 안정성이 요구되는 제품에 있어서는 사용이 제한되어 온 이유는? 특히, 의약품분야에서는 주사제로서 레시틴을 이용한 리포좀(liposome)이 연구되어 왔다. 그러나 레시틴은 소수성부분인 불포화 지방산의 함량이 높아 화장품과 같이 오랫동안 안정성이 요구되는 제품에 있어서는 사용이 제한되었다[1]. 따라서 이에 대한 연구가 지속적으로 이루어져 불포화도가 높은 레시틴을 수소화 시켜 포화지방산으로 하는 레시틴이 만들어져 보다 안정성이 향상된 레시틴을 응용하게 되었다[2].
리포좀 제조방법으로 어떤 것들이 있는가? 리포좀 제조에는 여러 방법들이 있다. Bangham의 방법[4], 유기용매 주사법[16, 17] 및 역상 탈수법[18]등이 보고되었다. 이 방법들은 chloroform, ether, freon, methylene chloride 및 methanol 등은 친환경적 차원과 인체에 해를 주는 유기용매들로서 많은 량을 필요로 한다.
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참고문헌 (24)

  1. S. J. Hong, D. R. Kim, I. J. Yoon and K. W. Kang, "Fatty Acid Analysis from Leech Skin", J. Biochem. mol. Biol., 28(3), 261 (1995). 

  2. M. Schmit and M. Kietzmann, "Skin penetration properties of cosmetic formulations using a perfused bovine udder model", J. Cosmet. Sci., 50, 147(1999). 

  3. E. P. Guemiu and J. L. Zatz, "Interaction of skin with surfactant Vesicle Component", J. Soc. Cosmet. Chem., 46, 77 (1995). 

  4. A. D. Banghan, M. M. Standish and T. C. Watkins, "Diffusion of Univalent lons across the Lamella of Swollen Phospholipids", J. Mol. Biol., 13, 238 (1965). 

  5. K. Balon, B. U. Riebesehl and B. W. Mueller, "Determination of liposome partitioning of ionizable drugs by titration", J. Pharm. Sci., 88(8)., 802 (1999). 

  6. M, Colic and D. Morse, "The elusive mechanism of the magnetic 'memory' of water", Collides and surfaces A, 154, 167 (1999). 

  7. M. T. Montero, J. Hernandez-Borrel and K. M. W. Keough, "Fluoro quinolone-biomembrane Interactions : Monolayer and Calorimetric Studies", Langmuir, 14, 2451 (1998). 

  8. Y. Kaneda, "Virosomes ; evolution of the liposome as a targeted drug delivery system", advanced Drug Delivery Reviews, 43, 197 (2000). 

  9. J. Marjan, Z. Xie and D. V. Devine, "Liposome-induced activation of the classical complement pathway does not require immunoglobulin", Biochim. et Biophys. Act, 1192, 35 (1994). 

  10. H. Yamauchi, H. Kikuchi, M. Sawada, M. Tomikaea and S. Hirota, "Characterization and tissue distribution of liposomes containing lactonse mono-fatty acid derivatives", J. Microencapsulation, 11 (2), 179-188 (1994). 

  11. K. Yachi, H. Kikuchi, H. Yamauchi, S. Hirota and M. Tomikawa, "Districution of liposomes containg mannobiose esters of fatty acid in rats", J. Microencap., 12, 377 (1995). 

  12. D, Lasic, F. Martin, "Stealth Liposomes", CRC Press, Boca Raton, EL (1995). 

  13. K. Maruyama, S. Okuizumi, O. Ishida, H. Yamauchi, H. Kikuch and M. Iwatsuru, "Phosphatidyl polyglycerols prolong liposome circulation in vivo", Inter. T. of Pharm., 111, 103 (1994). 

  14. A. Hayshi, T. Nakanishi, S. Nakagawa and T. Mayumi, "The application of drug delivery system to cancer immunotherapy", Drug Delivery System, 15-1, 49 (2000). 

  15. M. Nishikawa and L. Hwang, "gene therapy and drug delivery system - Overview", Drug Delivery System, 15-2, 80 (2000). 

  16. S. Batzry and E. D. Korn, "Single Bioayer Liposomes Prepared without Sonication", Biochim. et Biophys. Acta, 298, 1015 (1973). 

  17. D. Deamer and A. D. Bangham, "Large Volume Liposomes by an Ether Vaporization Method", Biochim. et Biophys. Acta, 443, 629 (1976). 

  18. G. Szoka and D. Papahadjopoulos, "Procedure for preparation of liposomer with large internal agueous space and high capture by reverse-phase evaporetion", Proc. Natl. Acad. Sci., USA, 75 (9), 4194 (1978). 

  19. T. Imure, K. Otake, S. Hashimoto, T. Gotoh, M. Yuasa, S. Yokoyama, H. Sakai, J. F. Rathman and M. Abe, "Preparation and physicochemical properties of various soybean lecithin liposomes using supercritical reverse phase evaporation method", Colloid and Surfaces B; Biointerfaces 27, 133 (2002). 

  20. C. E. Bunker, H. W. Rollins, J. R. Gord and Y. P. Sun, "Efficient Photodimerization Reaction of Anthracene in Supercritical Carbon Dioxide", J. Org. Chem., 62, 7324 (1997). 

  21. J. H. Heo, S. Y. Kim, H. S. Kim and K. P. Yoo, "Enzymatic preparation of a carbohydrate ester of medium-chain fatty acid in supercritical carbon dioxide", Biotechnology Letters, 22, 995 (2000). 

  22. K. Otake, T. Imura, H. Sakai and M. Abe, "Development of a new preparation method of liposomes using supercritical carbon dioxide", Langmuir, 17, 3898 (2001). 

  23. I. Miwa, J. Okuda, K. Maeda and G. Okuda, "Mutarotase effect on colorimetric determination of blood glucose with $\beta$ -D-glucose oxidase", Clin. Clim. Acta, 37, 538 (1972). 

  24. L. Montanari, P. Fantozzi, M. J. Snyder and W. J. King, "Selective extraction of phospholipids from soybeans with supercritical carbon dioxide and ethanol", J. Supercritical Fluids, 14, 87 (1999). 

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