인삼과 마찬가지로 많은 사포닌을 함유하고 있는 인삼꽃의 이용 가치를 증진시키기 위한 연구의 일환으로 Bacillus subtilis(BS), Lactobacillus plantarum(LP), Lactobacillus casei(LC), Candida utilis(CU), Saccharomyces cerevisiaestrain CHY1011(Y1), Saccharomyces cerevisiae strain ZP 541(Y2), 혼합발효(M) 등의 여러 유용 미생물을 이용하여 인삼꽃을 발효시킨 후 미생물별 인삼꽃 발효물에 대한 항산화 활성 변화를 탐색하였다. 총 페놀함량 측정 결과 무발효 추출물은 인삼꽃 발효물에 비해 유의적(p<0.05)으로 높은 값을 보였으며, 발효 균주 중에서는 BS로 발효한 발효물이 가장 높은 값을 나타내었다. DPPH radical 소거활성 및 ABTS radical 소거활성 측정 결과 BS 발효물이 유의적으로 가장 높은 활성을 나타내었으나, FRAPvalue(10 mg/mL)는 무발효 추출물의 활성이 가장 높게 나왔으며 BS 발효물과는 유의차를 보이지 않았다. 환원력 측정 결과, 대체적으로 무발효 추출물에 비해 미생물 발효물에서 높은 활성을 나타내었으며 LC 발효물이 높은 활성을 나타내었다. 따라서 여러 유용미생물을 이용한 인삼꽃 발효의 경우 Bacillus subtilis를 이용하여 발효할 경우 다른 균주들을 이용하는 것보다 항산화 활성 증진에 우수한 효과를 나타낼 것으로 사료되며 다른 생리활성 증진 효과에 대한 연구가 좀 더 진행되어져야 할 것이다.
인삼과 마찬가지로 많은 사포닌을 함유하고 있는 인삼꽃의 이용 가치를 증진시키기 위한 연구의 일환으로 Bacillus subtilis(BS), Lactobacillus plantarum(LP), Lactobacillus casei(LC), Candida utilis(CU), Saccharomyces cerevisiae strain CHY1011(Y1), Saccharomyces cerevisiae strain ZP 541(Y2), 혼합발효(M) 등의 여러 유용 미생물을 이용하여 인삼꽃을 발효시킨 후 미생물별 인삼꽃 발효물에 대한 항산화 활성 변화를 탐색하였다. 총 페놀함량 측정 결과 무발효 추출물은 인삼꽃 발효물에 비해 유의적(p<0.05)으로 높은 값을 보였으며, 발효 균주 중에서는 BS로 발효한 발효물이 가장 높은 값을 나타내었다. DPPH radical 소거활성 및 ABTS radical 소거활성 측정 결과 BS 발효물이 유의적으로 가장 높은 활성을 나타내었으나, FRAP value(10 mg/mL)는 무발효 추출물의 활성이 가장 높게 나왔으며 BS 발효물과는 유의차를 보이지 않았다. 환원력 측정 결과, 대체적으로 무발효 추출물에 비해 미생물 발효물에서 높은 활성을 나타내었으며 LC 발효물이 높은 활성을 나타내었다. 따라서 여러 유용미생물을 이용한 인삼꽃 발효의 경우 Bacillus subtilis를 이용하여 발효할 경우 다른 균주들을 이용하는 것보다 항산화 활성 증진에 우수한 효과를 나타낼 것으로 사료되며 다른 생리활성 증진 효과에 대한 연구가 좀 더 진행되어져야 할 것이다.
To improve the use of ginseng flower-buds, antioxidant activities of ginseng flower-buds fermented using a variety of useful microorganisms were analyzed. Non-fermented grape pomace was used as a control, while fermentation was carried out using Bacillus subtilis (BS), Lactobacillus plantarum (LP), ...
To improve the use of ginseng flower-buds, antioxidant activities of ginseng flower-buds fermented using a variety of useful microorganisms were analyzed. Non-fermented grape pomace was used as a control, while fermentation was carried out using Bacillus subtilis (BS), Lactobacillus plantarum (LP), Lactobacillus casei (LC), Candida utilis (CU), Saccharomyces cerevisiae strain CHY1011 (Y1), Saccharomyces cerevisiae strain ZP 541 (Y2), and a mixed-strain culture with LP, LC, and CU (M). The total polyphenol content of ginseng flower-buds was highest in the control compared to the other fermented ginseng flower-buds. DPPH radical and ABTS radical scavenging activity were also highest in fermented group by BS. The FRAP value (10 mg/mL) was highest in the control group but did not show a significant difference in the fermented group by BS. The highest reducing power activity was in the fermented group by LC compared to the other group, including the control. Therefore, the fermentation of ginseng flower-buds using various microorganisms, shows that fermentation with the Bacillus subtilis strain increases antioxidant activity. More research of its effects on other physiological activities will be needed.
To improve the use of ginseng flower-buds, antioxidant activities of ginseng flower-buds fermented using a variety of useful microorganisms were analyzed. Non-fermented grape pomace was used as a control, while fermentation was carried out using Bacillus subtilis (BS), Lactobacillus plantarum (LP), Lactobacillus casei (LC), Candida utilis (CU), Saccharomyces cerevisiae strain CHY1011 (Y1), Saccharomyces cerevisiae strain ZP 541 (Y2), and a mixed-strain culture with LP, LC, and CU (M). The total polyphenol content of ginseng flower-buds was highest in the control compared to the other fermented ginseng flower-buds. DPPH radical and ABTS radical scavenging activity were also highest in fermented group by BS. The FRAP value (10 mg/mL) was highest in the control group but did not show a significant difference in the fermented group by BS. The highest reducing power activity was in the fermented group by LC compared to the other group, including the control. Therefore, the fermentation of ginseng flower-buds using various microorganisms, shows that fermentation with the Bacillus subtilis strain increases antioxidant activity. More research of its effects on other physiological activities will be needed.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
그밖에도 백삼, 홍삼과 대비하여 발효인삼의 일반성분에 대한 성분 특성을 분석한 보고도 있으며(8), 인삼을 비롯한 다양한 소재들을 활용하여 발효하거나 또는 첨가하여 식품의 기능성 강화, 관능적 품질을 향상시켜 발효식품으로써 개발하려는 연구가 시도되었다(9). 따라서 인삼과 마찬가지로 많은 사포닌을 함유하고 있는 인삼꽃을 발효할 경우 유용한 생리활성물질이 많이 생성될 것으로 사료되어 본 연구에서는 인삼과 마찬가지로 많은 사포닌 함량을 지니고 있으나 아직까지 그 이용 정도가 미비한 인삼꽃을 대상으로 여러 유용 미생물을 이용하여 인삼꽃을 발효시킨 후 여러 미생물별 인삼꽃 발효에 따른 항산화 활성 변화를 조사하여 향후 화장품 등의 산업원료 소재 및 사료 첨가재로서의 이용 가능성을 탐색하고자 하였다.
인삼과 마찬가지로 많은 사포닌을 함유하고 있는 인삼꽃의 이용 가치를 증진시키기 위한 연구의 일환으로 Bacillus subtilis(BS), Lactobacillus plantarum(LP), Lactobacillus casei(LC), Candida utilis(CU), Saccharomyces cerevisiae strain CHY1011(Y1), Saccharomyces cerevisiae strain ZP 541(Y2), 혼합발효(M) 등의 여러 유용 미생물을 이용하여 인삼꽃을 발효시킨 후 미생물별 인삼꽃 발효물에 대한 항산화 활성 변화를 탐색하였다. 총 페놀함량 측정 결과 무발효추출물은 인삼꽃 발효물에 비해 유의적(p<0.
3)Different letters within a same column differ significantly (p<0.05).
제안 방법
균주의 성장에 따른 배양액의 pH의 변화는 24시간 배양 후 여과지(Whatman No. 4)에 여과한 다음 pH meter를 사용하여 측정하였다. 혼탁도 측정은 24시간 배양 후 여과된 발효액의 흡광도를 UV/Visible spectrophotometer(UV-1800, Shimadzu, Kyoto, Japan)로 600 nm에서 측정하여 미생물의 발효 정도를 확인하였다.
생균수 측정은 24시간 배양한 인삼꽃 발효액을 여과하여 멸균된 생리식염수에 희석해 측정하였다. 발효 희석액을 충분히 혼합한 후, plate count agar(PCA) 및 potato dextrose agar(PDA) 배지에 분주한 후 각각 37℃, 30℃에서 24시간 배양하여 생균수를 측정하였으며, 모든 실험구는 4회 반복으로 실험하였다.
혼탁도 측정은 24시간 배양 후 여과된 발효액의 흡광도를 UV/Visible spectrophotometer(UV-1800, Shimadzu, Kyoto, Japan)로 600 nm에서 측정하여 미생물의 발효 정도를 확인하였다. 생균수 측정은 24시간 배양한 인삼꽃 발효액을 여과하여 멸균된 생리식염수에 희석해 측정하였다. 발효 희석액을 충분히 혼합한 후, plate count agar(PCA) 및 potato dextrose agar(PDA) 배지에 분주한 후 각각 37℃, 30℃에서 24시간 배양하여 생균수를 측정하였으며, 모든 실험구는 4회 반복으로 실험하였다.
인삼꽃의 발효 정도를 확인하기 위해 발효 미생물별로 24시간 발효시킨 인삼꽃 발효액의 pH 변화를 측정하였다. Table 1에서와 같이 pH 값은 발효하지 않은 배지에서 6.
5 mL를 가하여 제조하였다. 제조된 0.9 mL FRAP reagent에 5 및 2.5 mg/mL의 농도로 용해시킨 시료 0.03 mL와 증류수 0.09 mL를 넣은 다음 37oC에서 10분간 반응시킨 후, 593 nm에서 UV/Visible spectrophotometer(UV-1800, Shimadzu)를 이용하여 흡광도를 측정하였다. Blank는 시료 대신 에탄올을 넣어 측정하였다.
4)에 여과한 다음 pH meter를 사용하여 측정하였다. 혼탁도 측정은 24시간 배양 후 여과된 발효액의 흡광도를 UV/Visible spectrophotometer(UV-1800, Shimadzu, Kyoto, Japan)로 600 nm에서 측정하여 미생물의 발효 정도를 확인하였다. 생균수 측정은 24시간 배양한 인삼꽃 발효액을 여과하여 멸균된 생리식염수에 희석해 측정하였다.
희석된 ABTS+․ 용액 1 mL에 50% ethanol에 농도별로 희석된 추출액 50 μL를 가하여 흡광도의 변화를 정확히 3분 후에 측정하였으며, 다음의 식에 의해 저해율을 환산하여 대조군에 대한 50% 흡광도의 감소를 나타내는 검체의 농도(IC50)로 표시하였다.
대상 데이터
BS, CU, Y1, Y2는 30℃, LP, LC는 37℃에서 24시간 주기로 3회 계대배양 후 600 nm에서 흡광도 값이 0.4～0.6(1×105 CFU/mL) 범위 안에 들게 하여 발효 균주로 사용하였다.
utilis KCCM 50342(CU)로 생물자원센터(Korean Collection for Type Culture, Daejeon, Korea) 및 한국미생물보존센터(Korean Culture Center of Microorganisms, Seoul, Korea)에서 분양받아 사용하였다. S. cerevisiae 균주들(S. cerevisiae strain CHY1011: Y1, S. cerevisiae strain ZP 541: Y2)은 빵 발효에 이용되는 효모를 사용하였으며, 18S rRNA 서열의 유사성에 근거하여 가장 가까운 종을 표시하였다. BS는 nutrient broth에서, LP 및 LC는 Lactobacilli MRS broth에서, CU, Y1, Y2는 YM broth에서 배양하였다.
본 연구에 사용된 인삼꽃은 공주시에 있는 인삼재배 농가에서 5년근 인삼의 꽃을 구입하여 사용하였으며 인삼꽃 발효물의 제조는 20 g의 glucose와 5 g의 peptone을 1 L의 3차 증류수(DW)에 넣은 후 121℃ 15분으로 가압고온 멸균하여 실온에서 서서히 식힌 다음 미리 활성화 시킨 7종의 발효 균주를 각각 10 mL씩 넣은 후 찬물에 5회 수세한 100g의 건조 인삼꽃을 넣고, Bacillus(B.) subtilis, Candida(C.) utilis, Saccharomyces(S.) cerevisiae, 혼합균주(Lactobacillus(L.) plantarum, L. casei, C. utilis의 혼합) 30℃, L.plantarum, L. casei는 37℃에서 24시간 동안 배양하였다.
멸균된 배양액을 -75℃ deep freezer에 12시간 두었다가 freeze dryer에 넣고 동결건조하여 실험에 사용하였다. 인삼꽃 무발효 대조군으로는 인삼꽃 100 g당 10배량(w/v)의 DW로 24시간 동안 3회 추출한 후 여과지(Whatman No. 4)로 여과한 다음 동결건조하여 얻은 인삼꽃 물 추출물(이하 무발효 추출물)을 사용하였다. 각 시료 분획물은 50% ethanol에 용해하여 실험에 사용하였다.
인삼꽃 발효에 사용된 균주는 B. subtilis KCTC 1022 (BS), L. plantarum KCTC 3104(LP), L. casei KCTC 2180 (LC), C. utilis KCCM 50342(CU)로 생물자원센터(Korean Collection for Type Culture, Daejeon, Korea) 및 한국미생물보존센터(Korean Culture Center of Microorganisms, Seoul, Korea)에서 분양받아 사용하였다. S.
데이터처리
유의적 차이가 있는 항목에 대해서는 분산분석(ANOVA)을 실시하여 Duncan's multiple range test로 p<0.05 수준에서 유의차 검정을 실시하였다.
이론/모형
DPPH radical 소거능은 Blois(11)의 방법에 준하여 농도별로 제조한 시료 1 mL에 0.2 mM DPPH(1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl, Sigma Chemical Co.)용액 1 mL를 넣은 후 vortex mixer를 사용하여 실온에서 30분간 반응시켜 methanol 용액을 blank로 하여 517 nm에서 UV/Visible spectrophotometer(UV-1800, Shimadzu)로 흡광도를 측정하였다. DPPH radical 소거능은 다음과 같은 계산식에 의해 환산하여, 대조군에 대한 50% 흡광도의 감소를 나타내는 검체의 농도(IC50)로 표시하였다.
FRAP 측정 방법은 Benzie와 Strain(13)의 방법을 참고하여 측정하였다. FRAP reagent는 25 mL acetate buffer(300mM, pH 3.
총 폴리페놀 화합물 함량은 Folin과 Denis의 방법(10)에 따라 측정하였다. 시료를 증류수에 녹여 추출한 뒤 시료 0.
총 항산화력 측정은 Pellegrin 등(12)의 ABTS radical 소거능에 따라서 측정하였다. 7 mM ABTS와 140 mM potassium persulfate 용액을 혼합하여 하루 동안 어두운 곳에 방치하여 ABTS+․를 형성시킨 후 이 용액을 734 nm에서 흡광도 값이 0.
환원력은 Oyaizu(14)의 방법에 따라 측정하였다. 농도를 각각 달리하여(2.
성능/효과
5, 5, 10, 20 mg/mL로 각각 달리하여 첨가한 후 금속이온을 환원시키는 환원력을 측정한 결과는 Table 5와 같다. 5 mg/mL 농도에서 측정한 결과, 무발효 추출물에 비해 발효물들에서 더 높은 환원력을 나타내었으며, 10 mg/mL 농도군에서는 Y2 및 혼합균주 발효물을 제외한 모든 시료군에서 유의차를 보이지 않았다. 또한 이전의 항산화 실험에서 BS 발효물에서 높은 항산화 활성을 보인 것과는 다르게 환원력의 경우 LC 및 CU 발효물에서 높은 활성을 보였으며 이러한 결과는 발효에 관여하는 균주의 특성에 따라 생성되는 발효대사 산물인 항산화 물질의 차이에 의한 것으로 여겨진다.
6종의 단일균주 및 혼합균주를 이용하여 발효시킨 인삼꽃 발효물의 총 폴리페놀 함량을 측정한결과(Table 2), 무발효 추출물이 44.22 GAE mg/g으로 발효시킨 인삼꽃에 비해 유의적(p<0.05)으로 높은 값을 나타내 었으며, 발효균주 중에서는 BS로 발효시킨 것이 40.21 GAE mg/g으로 가장 높게 나타났으며, 그 뒤로 Y2(36.08), Y1(34.54), LC(32.15), CU(30.49), LP(27.72) 및 혼합균주(27.41) 순으로 함량을 나타내었다.
05)으로 높은 값을 보였으며, 발효 균주 중에서는 BS로 발효한 발효물이 가장 높은 값을 나타내었다. DPPH radical 소거활성 및 ABTS radical 소거활성 측정 결과 BS 발효물이 유의적으로 가장 높은 활성을 나타내었으나, FRAP value(10 mg/mL)는 무발효 추출물의 활성이 가장 높게 나왔으며 BS 발효물과는 유의차를 보이지 않았다. 환원력 측정 결과, 대체적으로 무발효 추출물에 비해 미생물 발효물에서 높은 활성을 나타내었으며 LC 발효물이 높은 활성을 나타내었다.
70 log CFU/mL 로 나타났다고 보고하였는데, 이는 본 연구의 생균수 측정 실험에서 LC를 이용하여 발효했을 때 생균수가 다른 발효균들에 비해 적게 측정된 것과 비슷한 결과이다. 따라서 24시간 배양하여 인삼꽃 발효액을 제조했을 때 pH, 흡광도 측정, 생균수 측정 결과 충분한 미생물 생장에 의해 인삼꽃 발효가 잘 진행되었음을 확인하였다.
인삼꽃 발효액의 DPPH radical 소거활성은 Table 3에 나타내었다. 무발효 추출물의 IC50 값은 1.16 mg/mL의 활성을 나타냈으며, 전체적으로는 BS 발효물에서 0.73 mg/mL로 가장 높은 활성을 나타내었다. 그 뒤로 Y2(1.
미생물이 일정한 배수로 증가하는 활동은 흡광도 측정(OD600)으로 부유된 미생물의 양을 측정함으로써 판단할 수 있어(15) 발효 후 미생물 생장에 의한 혼탁도 분석 결과(Table 1), 발효전의 혼탁도는 0.01～0.03(data not shown)의 범위를 나타내었으며 인삼꽃 발효액의 혼탁도는 LC(0.25±0.04)를 제외하고 1.70 이상을 나타내었다.
01로 가장 높은 pH 값을 보였으며, Y2, Y1, LP, CU, LC 및 M의 순서로 나타났다. 보통 BS를 이용한 발효의 경우 pH 변화가 적으며 이는 본 연구에서도 BS가 가장 영향을 덜 주는 것으로 확인되었다. 미생물이 일정한 배수로 증가하는 활동은 흡광도 측정(OD600)으로 부유된 미생물의 양을 측정함으로써 판단할 수 있어(15) 발효 후 미생물 생장에 의한 혼탁도 분석 결과(Table 1), 발효전의 혼탁도는 0.
실험 결과 무발효 추출물의 FRAP value는 3.03 mM로 가장 높은 활성을 나타내었으나 BS 발효물과는 유의적 차이를 보이지 않았다(p<0.05).
이 중 BS 균주를 이용한 발효군에서 4.76±0.01로 가장 높은 pH 값을 보였으며, Y2, Y1, LP, CU, LC 및 M의 순서로 나타났다.
인삼꽃 무발효 추출물 및 발효물의 ABTS radical 소거활성을 평가한 결과, Table 3에 나타낸 바와 같이 인삼꽃 무발효 추출물에서 4.28 mg/mL의 IC50 값을 보여 발효액과 비교했을 때 가장 낮은 활성을 나타내었다. 인삼꽃 발효물은 BS(1.
28 mg/mL의 IC50 값을 보여 발효액과 비교했을 때 가장 낮은 활성을 나타내었다. 인삼꽃 발효물은 BS(1.13 mg/mL), CU(1.74 mg/mL), Y2(1.89 mg/mL), Y1(2.06 mg/mL), M(2.125 mg/mL), LC(2.28 mg/mL), LP(2.63 mg/mL)의 순으로 항산화 활성이 높았으며, DPPH radical 소거능 측정 결과와 마찬가지로 BS 발효물의 활성이 가장 높았으나 다른 미생물 발효물의 ABTS radical 소거활성은 DPPH radical 소거활성과는 차이를 나타내었다. 일반적으로 반응속도가 빠른 ABTS 라디칼과는 달리 DPPH 라디칼의 반응속도는 화합물에 따라서 매우 다르다고 알려져 있는데, 비타민 C의 경우 EC50 농도에서 동적평형상태(steady state)로 도달하는 시간이 75분인데 반해 rutin의 경우 103분이 걸린다고 알려져 있다(21).
17로 24시간 발효했을 때보다 낮은 OD600값을 보였다. 인삼꽃 발효액이 미생물 생장에 미치는 영향을 검토하기 위해 24시간 발효 후 생균수를 측정한 결과(Table 1), 발효 전 생균수가 5.71～6.71(data not shown)의 범위를 나타낸데 비해 발효 후에는 6.31～9.44 log CFU/mL의 생균수를 나타내었다. BS 처리구에서 9.
총 페놀함량 측정 결과 무발효추출물은 인삼꽃 발효물에 비해 유의적(p<0.05)으로 높은 값을 보였으며, 발효 균주 중에서는 BS로 발효한 발효물이 가장 높은 값을 나타내었다.
DPPH radical 소거활성 및 ABTS radical 소거활성 측정 결과 BS 발효물이 유의적으로 가장 높은 활성을 나타내었으나, FRAP value(10 mg/mL)는 무발효 추출물의 활성이 가장 높게 나왔으며 BS 발효물과는 유의차를 보이지 않았다. 환원력 측정 결과, 대체적으로 무발효 추출물에 비해 미생물 발효물에서 높은 활성을 나타내었으며 LC 발효물이 높은 활성을 나타내었다. 따라서 여러 유용미생물을 이용한 인삼꽃 발효의 경우 Bacillus subtilis 를 이용하여 발효할 경우 다른 균주들을 이용하는 것보다 항산화 활성 증진에 우수한 효과를 나타낼 것으로 사료되며 다른 생리활성 증진 효과에 대한 연구가 좀 더 진행되어져야 할 것이다.
후속연구
환원력 측정 결과, 대체적으로 무발효 추출물에 비해 미생물 발효물에서 높은 활성을 나타내었으며 LC 발효물이 높은 활성을 나타내었다. 따라서 여러 유용미생물을 이용한 인삼꽃 발효의 경우 Bacillus subtilis 를 이용하여 발효할 경우 다른 균주들을 이용하는 것보다 항산화 활성 증진에 우수한 효과를 나타낼 것으로 사료되며 다른 생리활성 증진 효과에 대한 연구가 좀 더 진행되어져야 할 것이다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
인삼의 꽃은 어떠한 성분이 많은가?
지상부에 속하는 인삼의 꽃은 ginsenoside 함량이 뿌리보다 많고 그 종류도 뿌리와 유사하다. 꽃에서는 Rb2, Rc, Rd, Re, Rg1 및 총 ginsenoside가 많으며, 특히 꽃에서의 Re 함량은 채취시기와 관계없이 월등히 많았는데 잎과 줄기와는 달리 채취시기별 함량변이도 거의 없다(3). 뿐만 아니라 채종하지 않는 꽃은 인삼의 뿌리 성장을 촉진하기 위하여 제거되므로 이들의 활용방법에 대한 검토가 필요하다.
인삼이란 무엇인가?
A. Meyer)은 오가피과(Araliaceae)에 속하는 반음지성 식물로써 동양의학에서 오랜 기간 사용되어 온 약재이다. 일반적으로 뿌리를 약용으로 이용하며 자연 건강식품으로 널리 이용되고 있고, 약리 효능의 과학적 입증과 임상을 근거로 인식과 신뢰가 높으며, 의약품 및 기능성 식품으로 그 수요가 증가하고 있다.
인삼의 뿌리에는 어떠한 성분이 있는가?
일반적으로 뿌리를 약용으로 이용하며 자연 건강식품으로 널리 이용되고 있고, 약리 효능의 과학적 입증과 임상을 근거로 인식과 신뢰가 높으며, 의약품 및 기능성 식품으로 그 수요가 증가하고 있다. 인삼의 뿌리에는 사포닌, 지용성 성분, 산성다당류, 페놀 화합물, 함질소 화합물 및 펩타이드, 유리당, 유리산, 비타민, 무기성분 등이 있으며, 그중에서 인삼 사포닌인 ginsenoside는 우수한 약리 효과가 있다(1,2). 이처럼 인삼의 뿌리에 관한 성분 및 효능 연구가 많이 이루어져 있고 유용 성분의 이용을 목적으로 홍삼, 홍삼추출농축액, 파우치 등으로 가공하거나 한약재료로 사용되고 있지만, 잎을 포함한 지상부는 거의 약용으로 이용되지 않고 있다.
참고문헌 (29)
Lee NR, Han JS, Kim JS, Choi JE. 2011. Effects of extraction temperature and time on ginsenoside content and quality in ginseng (Panax ginseng) flower water extract. Korean J Medicinal Crop Sci 19: 271-275.
Nam KY. 2005. The comparative understanding between red ginseng and white ginsengs, processed ginsengs (Panax ginseng C.A. Meyer). J Ginseng Res 29: 1-18.
Choi JE, Li X, Han YH, Lee KT. 2009. Changes of saponin contents of leaves, stems and flower-buds of Panax ginseng C.A. Meyer by harvesting days. Korean J Medicinal Crop Sci 17: 251-256.
Kim HG, Kim KY, Cha CJ. 2007. Screening for ginsengfermenting microorganisms capable of biotransforming ginsenosides. Korean J Microbiol 43: 142-146.
Senthil K, Veena V, Mahalakshmi M, Pulla R, Yang DC, Parvatham R. 2009. Microbial conversion of major ginsenoside Rb1 to minor ginsenoside Rd by Indian fermented food bacteria. Afr J Biotechnol 8: 6961-6966.
Park SJ, Kim DH, Paek NS, Kim SS. 2006. Preparation and quality characteristics of the fermentation product of ginseng by lactic acid bacteria (FGL). J Ginseng Res 30:88-94.
Ramesh T, Kim SW, Sung JH, Hwang SY, Sohn SH, Yoo SK, Kim SK. 2012. Effect of fermented Panax ginseng extract (GINST) on oxidative stress and antioxidant activities in major organs of aged rats. Exp Gerontol 47: 77-84.
Kong BM, Park MJ, Min JW, Kim HB, Kim SH, Kim SY, Yang DC. 2008. Physico-chemical characteristics of white, fermented and red ginseng extracts. J Ginseng Res 32:238-243.
Fellegrini N, Ke R, Yang M, Rice-Evans C. 1999. Screening of dietary carotenoids and carotenoid-rich fruit extracts for antioxidant activities applying 2,2'-azinobis(3-ethylenebenzothiazoline- 6-sulfonic acid) radical cation decolorization assay. Methods Enzymol 299: 379-389.
Benzie IF, Strain JJ. 1996. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of "antioxidant power": the FRAP assay. Anal Biochem 230: 70-76.
Oyaizu M. 1986. Studies on product of browning reaction prepared from glucose amine. Jap J Nutr 44: 307-315.
Yu MH, Im HG, Lee HJ, Ji YJ, Lee IS. 2006. Components and their antioxidative activities of methanol extracts from sarcocarp and seed of Zizyphus jujuba var. inermis Rehder. Korean J Food Sci Technol 38: 128-134.
Doh ES, Chang JP, Lee KH, Seong NS. 2010. Ginsenoside change and antioxidation activity of fermented ginseng. Korean J Medicinal Crop Sci 18: 255-265.
Ahn SI, Heuing BJ, Son JY. 2007. Antioxidative activity and nitrite-scavenging abilities of some phenolic compounds. Korean J Food Cookery Sci 23: 19-24.
Park JW, Lee YJ, Yoon S. 2007. Total flavonoids and phenolics in fermented soy products and their effects on antioxidant activities determined by different assays. Korean J Food Culture 22: 353-358.
Kim KS, Lee KH, Choi KJ, Kwak YK, Sim KS, Lee KH, Chung HY. 1996. Screening of antioxidative components from red ginseng saponin. Korean J Ginseng Sci 20: 173-178.
Huang D, Ou B, Prior RL. 2005. The chemistry behind antioxidant capacity assays. J Agric Food Chem 53: 1841-1856.
Re R, Pellegrini N, Proteggente A, Pannala A, Yang M, Rice-Evans C. 1999. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radic Biol Med 26: 1231-1237.
Kim SJ, Kim SM, Kang SW, Um BH. 2010. The rapid detection of antioxidants from safflower seeds (Carthamus tinctorius L.) using hyphenated-HPLC techniques. Korean J Food Sci Technol 42: 414-419.
Griffin SP, Bhagooli R. 2004. Measuring antioxidant potential in corals using the FRAP assay. J Exp Mar Biol Ecol 302: 201-211.
Ku KM, Kim HS, Kim BS, Kang YH. 2009. Antioxidant activities and antioxidant constituents of pepper leaves from various cultivars and correlation between antioxidant activities and antioxidant constituents. J Appl Biol Chem 52: 70-76.
Ryu JS. 2012. Chemical composition and biological functions of red ginseng (Panax ginseng C.A. Meyer) fermented by Phelinus linteus mycelia. PhD Dissertation. Dankook University, Chunan, Korea. p 66.
Chaiyasut C, Kumar T, Tipduangta P, Rungseevijitprapa W. 2010. Isoflavone content and antioxidant activity of Thai fermented soybean and its capsule formulation. Afr J Biotechnol 9: 4120-4126.
Kim JH, Kim JK, Kang WW, Ha YS, Choi SW, Moon KD. 2003. Chemical composition and DPPH radical scavenger activity in different sections of safflower. J Korean Soc Food Sci Nutr 32: 733-738.
Duh PD. 1998. Antioxidant activity of burdock (Arctium lappa Linne): Its scavenging effect on free-radical and active oxygen. J Am Oil Chem Soc 75: 455-461.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.