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고온 스트레스에 대한 배추의 생장과 광합성 및 엽록소형광 반응

Growth, Photosynthesis and Chlorophyll Fluorescence of Chinese Cabbage in Response to High Temperature

원예과학기술지 = Korean journal of horticultural science & technology, v.32 no.3, 2014년, pp.318 - 329  

오순자 (농촌진흥청 국립원예특작과학원 온난화대응농업연구센터) ,  문경환 (농촌진흥청 국립원예특작과학원 온난화대응농업연구센터) ,  손인창 (농촌진흥청 국립원예특작과학원 온난화대응농업연구센터) ,  송은영 (농촌진흥청 국립원예특작과학원 온난화대응농업연구센터) ,  문영일 (농촌진흥청 국립원예특작과학원 감귤시험장) ,  고석찬 (제주대학교 생물학과.기초과학연구소)

초록
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본 연구는 온도구배터널에서 자라는 배추의 잎에서 광합성적 $CO_2$ 교환과 엽록소형광을 분석함으로써 배추의 생장에 미치는 고온의 영향을 정량적으로 분석하였다. 결구가 형성되기 전의 생육초기에는 대기온도보다 대기온도 $+4^{\circ}C$와 대기온도 $+7^{\circ}C$ 조건에서 생장한 배추가 엽수의 증가와 엽길이의 신장이 두드러지게 나타났다. $CO_2$ 고정률은 대기온도 $+4^{\circ}C$에서 자란 배추의 잎에서 $25.8{\mu}mol{\cdot}m^{-2}{\cdot}s^{-1}$로 다소 높았으나, 생육 온도에 따라 통계적으로 유의한 차이는 없었다. 반면에 호흡률은 대기온도에서 다소 높았으며 대기온도 $+4^{\circ}C$와 대기온도 $+7^{\circ}C$ 조건에서는 낮았다. 기공전도도와 증산률은 대기온도에서보다 대기온도 $+4^{\circ}C$와 대기온도 $+7^{\circ}C$ 조건에서 증가하고 수분이용효율은 감소하였다. 그리고, OKJIP 곡선의 패턴에서도 상승온도에서 $F_J$, $F_I$, $F_P$가 크게 낮아지고, 고온에서 특이적으로 나타나는 $F_K$의 증가와 $F_V/F_O$값의 감소 등을 확인할 수 있었다. RC/CS는 대조구에 비해 온도가 높아지면 크게 감소하였으며, ABS/CS, TRo/CS와 ETo/CS도 온도가 높아짐에 따라 점차 줄어들었다. 이에 반해 DIo/CS는 온도가 높아짐에 따라 증가하였다. 그리고 대조구인 대기온도에서는 정식 후 7주, 9주, 10주째에 수확한 배추 내부에서 병징이 나타나지 않았으나, 대기온도 $+4^{\circ}C$와 대기온도 $+7^{\circ}C$ 조건에서는 재배기간이 길어질수록 점차 무름병에 의한 피해가 두드러지게 나타났다. 이러한 결과는 급격하게 변화하는 미래의 기후 환경 하에서 배추가 고온 스트레스에 노출될 가능성을 암시하고 있다. 따라서 배추의 안정적인 생산을 위해서는 고온 적응성 품종, 특히 결구 시점에서 내고온성이 강한 품종을 육성하거나 고온의 피해를 최소화할 수 있는 재배기술이 확립되어야 할 것으로 보인다. 그리고 결구형성 시 고온 스트레스의 영향을 조기감별하기 위해서 OKJIP 곡선에서 $F_K$의 증가를 비롯하여 기존에 사용되고 있는 변수인 $F_O$, $F_V/F_M$$F_V/F_O$ 이외에도 $M_O$, $S_M$, RC/CS, ETo/CS, $PI_{abs}$, $SFI_{abs}$ 등의 형광변수들이 유용하게 활용될 수 있을 것으로 보인다.

Abstract AI-Helper 아이콘AI-Helper

In order to gain insight into the physiological responses of plants to high temperature stress, the effects of temperature on Chinese cabbage (Brassica campestris subsp. napus var. pekinensis cv. Detong) were investigated through analyses of photosynthesis and chlorophyll fluorescence under 3 differ...

주제어

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문제 정의

  • 따라서 본 연구에서는 온도구배터널에서 재배되고 있는 배추의 잎에서 광합성적 CO2 교환과 엽록소형광을 분석함으로써 배추의 생장에 미치는 고온의 영향을 정량적으로 분석하고, 고온의 영향을 진단하는 도구로서 엽록소형광 변수들의 활용 가능성을 살펴보았다.
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질의응답

핵심어 질문 논문에서 추출한 답변
식물이 저온, 고온 스트레스를 받는 요인은? 식물은 동일 종이라도 생육 환경의 변화에 따라 형태적 또는 생리적으로 생장 상태가 크게 달라진다. 환경 요인 중에서도 온도는 식물의 지리적 분포와 생존, 그리고 생산량에 직결되는 중요한 요인으로 일정 수준보다 낮거나 높으면 저온 또는 고온 스트레스를 받게 된다. 즉, 온도가 내성의 한계에 가까워질수록 세포의 항상성을 저해하여 생명체의 성장 및 발달을 저해하게 되고, 심한 경우 결국은 죽음에 이르도록 한다.
배추란? napus var. pekinensis)는 십자화과(Cruciferae)에 속하는 2년초 식물이며, 김치의 주재료로써 우리나라에서 생산 및 소비가 높은 채소 중에 하나이다. 최근 웰빙 붐과 더불어 김치의 식품영양학적 가치를 인정받아 국내뿐만 아니라 세계 시장에서도 그 수요가 증가하고 있다.
온도가 식물의 내성의 한계에 가까워지면 식물에게 생기는 패해는? 환경 요인 중에서도 온도는 식물의 지리적 분포와 생존, 그리고 생산량에 직결되는 중요한 요인으로 일정 수준보다 낮거나 높으면 저온 또는 고온 스트레스를 받게 된다. 즉, 온도가 내성의 한계에 가까워질수록 세포의 항상성을 저해하여 생명체의 성장 및 발달을 저해하게 되고, 심한 경우 결국은 죽음에 이르도록 한다. 특히 고등 식물에 있어서 종자나 화분과 같이 휴면 상태이거나 혹은 건조된 상태의 일부 특수한 조직들을 제외한 대부분의 조직들은 외부 온도가 45°C를 넘어가면 고온으로 인해 스트레스를 받게 되고 일정 시간 이상 노출되면 결국 죽게 된다(Levitt, 1980).
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참고문헌 (32)

  1. Atkin, O.K. and M.G. Tjoelker. 2003. Thermal acclimation and the dynamic response of plant respiration to temperature. Trends Plant Sci. 8:343-351. 

  2. Campbell, C., L. Atkinson, J. Zaragoza-Castells, M. Lundmark, O. Atkin, and V. Hurry. 2007. Acclimation of photosynthesis and respiration is asynchronous in response to change in temperature regardless of plant functional group. New Phytol. 176:375-389. 

  3. Carmo-Silva, A.E. and M.E. Salvucci. 2012. The temperature response of $CO_{2}$ assimilation, photochemical activities and rubisco activation in Camelina sativa, a potential bioenergy crop with limited capacity for acclimation to heat stress. Planta 236:1433-1445. 

  4. Chaterjee, A., H. Murata, and J.L. McEvoy. 1994. Global regulation of pectinases and other degradative enzymes in Erwinia carotovora subsp. carotovora, the incident postharvest decay in vegetable. HortScience 29:754-758. 

  5. Chen, L.S. and L. Cheng. 2009. Photosystem II is more tolerant to high temperature in apple (Malus domestica Borkh.) leaves than in fruit peel. Photosynthetica 47:112-120. 

  6. Ge, Z.M., X. Zhou, C. Biasi, S. Kellomaki, K.Y. Wang, H. Peltola, and P.J. Martikainen. 2012. Carbon assimilation and allocation ( $^{13}C$ labeling) in a boreal perennial grass (Phalaris arundinacea) subjected to elevated temperature and $CO_{2}$ through a growing season. Environ. Exp. Bot. 75:150-158. 

  7. Guisse, B., A. Srivastava, and R.J. Strasser. 1995. The polyphasic rise of the chlorophyll a fluorescence (O-K-J-I-P) in heat stressed leaves. Arch. Sci. Geneve 48:147-160. 

  8. Guo, Y.P., H.F. Zhou, and L.C. Zhang. 2006. Photosynthetic characteristics and protective mechanisms against photooxidation during high temperature stress in two citrus species. Sci. Hort. 108:260-267. 

  9. Hadley, P., G.R. Batts, R.H. Ellis, J.I.L. Morison, S. Pearson, and T.R. Wheeler. 1995. Temperature gradient chamber for research on global environment change. II. A twin-wall tunnel system for low-stature, field-grown crops using a split heat pump. Plant Cell Environ. 18:1055-1063. 

  10. Hayat, S., A. Masood, M. Yusuf, Q. Fariduddin, and A. Ahmad. 2009. Growth of Indian mustard (Brassica juncea L.) in response to salicylic acid under high-temperature stress. Braz. J. Plant Physiol. 21:187-195. 

  11. Intergovernmental Panel on Climate Change (IPCC). 2007. Climate change 2007: Mitigation of climate change, contribution of working group III contribution to the fourth assessment report of the intergovernmental panel on climate change, Cambridge University Press, Cambridge, New York, USA. 

  12. Kaukoranta, T. 1996. Impact of global warming on potato late blight: Risks, yield loss and control. Agri. Food Sci. Finland 5:311-327. 

  13. Kriedemann, P.F., R.D. Graham, and J.T. Wiskich. 1985. Photosynthetic dysfunction and in vivo chlorophyll a fluorescence from manganese-deficient wheat leaves. Aust. J. Agric. Res. 36:157-169. 

  14. Levitt, J. 1980. Responses of plants to environmental stresses. Vol. 1. Chilling, freezing and high temperature stresses. 2nd ed. Academic Press, New York, USA. 

  15. Lu, C. and J. Zhang. 1999. Effects of water stress on photosystem II photochemistry and its thermostability in wheat plants. J. Exp. Bot. 50:1199-1206. 

  16. Lu, C.M. and J.H. Zhang. 2000. Heat-induced multiple effects on PS II in wheat plants. J. Plant Physiol. 156:259-265. 

  17. Mathur, S., A. Jajoo, P. Mehta, and S. Bharti. 2011. Analysis of elevated temperature-induced inhibition of photosystem II using chlorophyll a fluorescence induction kinetics in wheat leaves (Triticum aestivum). Plant Biol. 13:1-6. 

  18. Oh, S.J. and S.C. Koh. 2013. Chlorophyll a fluorescence response to mercury stress in the freshwater microalga Chlorella vulgaris. J. Environ. Sci. 22:705-715. 

  19. Opena, R.T., C.G. Kuo, and J.Y. Yoon. 1988. Breeding and seed production of Chinese cabbage in the tropics and subtropics. Technical Bul. No. 17. Asian Vegetable Research and Development Center (AVRDC), Shanhua, Taiwan. 

  20. Porter, J.R. and M.A. Semenov. 2005. Crop responses to climatic variation. Phil. Trans. R. Soc. B. 360:2021-2035. 

  21. Prange, R.K., K.B. McRae, D.J. Midmore, and R. Deng. 1990. Reduction in potato growth at high temperature: Role of photosynthesis and dark respiration. Amer. Potato J. 67:357-369. 

  22. Silim, S.N., N. Ryan, and D.S. Kubien. 2010. Temperature responses of photosynthesis and respiration in Populus balsamifera L.: Acclimation versus adaptation. Photosynth. Res. 104:19-30. 

  23. Srivastava, A., B. Guisse, H. Greppin, and R.J. Strasser. 1997. Regulation of antenna structural and electron transport in photosystem II of Pisum sativum under elevated temperature probed by the fast polyphasic chlorophyll a fluorescence transient: OKJIP. Biochim. Biophys. Acta 1320:95-106. 

  24. Strasser, B.J. and R.J. Strasser. 1995. Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: The JIP test, p. 977-980. In: P. Mathis (ed.). Photosynthesis: From light to biosphere. Kluwer Academic, Dordrecht, Netherlands. 

  25. Strasser, R.J. 1997. Donor side capacity of photosystem II probed by chlorophyll a fluorescence transients. Photosynth. Res. 52:147-155. 

  26. Strasser, R.J., A. Srivastava, and M. Tsimilli-Michael. 2000. The fluorescence transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples, p. 443-480. In: M. Yunus, U. Pathre, and P. Mohanty (eds.). Probing photosynthesis: Mechanisms, regulation and adaptation. Taylor & Francis, London, UK. 

  27. Takahashi, S. and N. Murata. 2008. How do environmental stresses accelerate photoinhibition? Trends Plant Sci. 13:178-182. 

  28. Tjoelker, M.G., P.B. Reich, and J. Oleksyn. 1999. Changes in leaf nitrogen and carbohydrates underlie temperature and $CO_{2}$ acclimation of dark respiration in five boreal tree species. Plant Cell Environ. 22:767-778. 

  29. Yan, K., P. Chen, H. Shao, S. Zhao, L. Zhang, L. Zhang, G. Xu, and J. Sun. 2012. Responses of photosynthesis and photosystem II to higher temperature and salt stress in sorghum. J. Agron. Crop Sci. 198:218-225. 

  30. Yang, K.A., C.J. Lim, J.K. Hong, C.Y. Park, Y.H. Cheong, W.S. Chung, K.O. Lee, S.Y. Lee, M.J. Cho, and C.O. Lim. 2006. Identification of cell wall genes modified by a permissive high temperature in Chinese cabbage. Plant Sci. 171:175-182. 

  31. Yoshioka, M., S. Uchiba, H. Mori, K. Komayama, S. Ohira, N. Morita, T. Nakanish, and Y. Yamamoto. 2006. Quality control of photosystem II: Cleavage of reaction center D1 protein in spinach thylakoids by FtsH protease under moderate heat stress. J. Biol. Chem. 281:21660-21669. 

  32. Zushi, K., S. Kajiwara, and N. Matsuzoe. 2012. Chlorophyll a fluorescence OJIP transient as a tool to characterize and evaluate response to heat and chilling stress in tomato leaf and fruit. Sci. Hortic. 148:39-46. 

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