$\require{mediawiki-texvc}$

연합인증

연합인증 가입 기관의 연구자들은 소속기관의 인증정보(ID와 암호)를 이용해 다른 대학, 연구기관, 서비스 공급자의 다양한 온라인 자원과 연구 데이터를 이용할 수 있습니다.

이는 여행자가 자국에서 발행 받은 여권으로 세계 각국을 자유롭게 여행할 수 있는 것과 같습니다.

연합인증으로 이용이 가능한 서비스는 NTIS, DataON, Edison, Kafe, Webinar 등이 있습니다.

한번의 인증절차만으로 연합인증 가입 서비스에 추가 로그인 없이 이용이 가능합니다.

다만, 연합인증을 위해서는 최초 1회만 인증 절차가 필요합니다. (회원이 아닐 경우 회원 가입이 필요합니다.)

연합인증 절차는 다음과 같습니다.

최초이용시에는
ScienceON에 로그인 → 연합인증 서비스 접속 → 로그인 (본인 확인 또는 회원가입) → 서비스 이용

그 이후에는
ScienceON 로그인 → 연합인증 서비스 접속 → 서비스 이용

연합인증을 활용하시면 KISTI가 제공하는 다양한 서비스를 편리하게 이용하실 수 있습니다.

수박접목묘의 건조스트레스 범위 탐지를 위한 엽록소형광 지수의 적용
Application of Chlorophyll Fluorescence Parameters for the Detection of Water Stress Ranges in Grafted Watermelon Seedlings 원문보기

시설원예ㆍ식물공장 = Protected horticulture and plant factory, v.28 no.4, 2019년, pp.461 - 470  

신유경 (전북대학교 농업생명과학대학 원예학과) ,  김용현 (전북대학교 농업생명과학대학 생물산업기계공학과) ,  이준구 (전북대학교 농업생명과학대학 원예학과)

초록
AI-Helper 아이콘AI-Helper

본 연구는 육안판단이 아닌 엽록소형광 이미지 측정기법을 이용하여 비파괴적으로 수박접목묘 플러그트레이 단일 셀에 대해 건조스트레스를 정량화하고자 수행되었다. 접목 후 6일차 수박접목묘를 3일동안 균일한 관수관리 하에서 재배한 후 건조스트레스를 부여하였다. 이후 플러그트레이 단일 셀 형태의 수분함량센서를 이용하여 D1(53.0%, 충분한 수분상태)단계부터 D9(15.7%, 극심한 건조스트레스)단계까지 9개 그룹으로 분류하고 엽록소 형광을 측정하였다. 또한 건조스트레스에 영향을 받은 묘(D5-D9)에 재관수하여 육안판단으로 확인되지 않은 광합성 및 생육 회복 수준을 측정하였다. 3개의 건조스트레스 단계의 엽록소형광 곡선 형태는 건조스트레스 조기 탐지에 대해 다른 양상을 보였다. 총 16개의 엽록소 형광 지수는 건조스트레스에 노출되면서 지속적으로 감소하였으며, 육안으로 판단 가능한 D5(32.1%)단계에서 크게 감소하였다. 형광감소율(Rfd_Lss)는 초기 건조스트레스 수준(D5-D6)에서 명확하게 감소하기 시작하였으며, 최대 광화학효율(Fv/Fm)은 극심한 건조스트레스 수준(D7-D9)에서 크게 감소하였다. 따라서, Rfd_Lss 및 Fv/Fm 지수를 건조스트레스의 초기 및 이후 단계에서 생육 및 광합성 회복 평가를 위한 지표로 선정하였다. 개별 엽록소형광 지수의 수치값 차이와 엽록소형광 이미지를 통해 건조스트레스 수준이 직관적으로 확인되었다. 이러한 결과는 Rfd_Lss와 Fv/Fm은 각각 초기 및 극심한 건조스트레스를 탐지하지 위한 엽록소형광 지수로 활용될 수 있으며, Fv/Fm은 재관수시 회복 평가를 위한 최적의 엽록소형광 지수로 판단된다.

Abstract AI-Helper 아이콘AI-Helper

This study was carried out to quantify the drought stress in grafted watermelon seedlings non-destructively by using chlorophyll fluorescence (CF) imaging technique rather than the visual judgment. Six-day old watermelon seedlings were grown under uniform irrigation for 3 days, and then given drough...

주제어

AI 본문요약
AI-Helper 아이콘 AI-Helper

* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.

문제 정의

  • 이와 같이 엽록소형광 기법을 이용하여 건조 등 다양한 스트레스 수준의 정량화 및 공정육묘장의 관수 자동화를 위한 연구 등이 개별적으로 진행되고 있으나, 실용적으로 정밀 관수를 하기 위한 지표로서의 엽록소형광 지수의 선발과 선발지수의 활용 가능성에 대한 연구는 부족한 실정이다. 따라서 본 연구는 수박 접목묘 생산 시 플러그트레이 셀 내 수분함량을 비파괴적으로 측정함과 동시에 현재의 건조스트레스 수준을 정량화할 수 있는 엽록소형광 지수를 선발하여, 관행적으로 이루어지는 플러그트레이 수분관리의 보완 가능성을 평가하였다.
  • 일반적으로 심각한 건조스트레스에 노출된 후 회복된 묘의 건전성을 육안으로 판단하고, 이를 정량적으로 객관화하기에는 어려운 실정이다. 따라서 육안으로 판단할 수 없는 광합성 수준을 엽록소형광 이미지 기술을 이용하여 정량화하고 신속하게 건전묘 분류를 위한 판단 기준으로 적용하고자 하였다.
본문요약 정보가 도움이 되었나요?

질의응답

핵심어 질문 논문에서 추출한 답변
엽록 소형광이란 무엇인가? 식물체는 외부환경으로부터의 다양한 환 경스트레스에 의하여 광합성 활성이 감소되며 이러한 광 합성 수준의 감소는 엽록소형광반응의 측정을 통해 간접 적으로 정량화될 수 있다(Chaerle 등, 2007). 식물은 광 합성에 이용되는 에너지 이상의 과도한 에너지를 열이나 형광으로 방출하게 되는데, 이때 발생하는 형광을 엽록 소형광(Chlorophyll fluorescence)이라고 하며, 엽록소형 광의 다양한 지수들의 측정을 통하여 특정 환경조건에서 개별 작물의 광합성 활성을 수치화하여 객관적으로 평가 할 수 있다(Mishra 등, 2016). 이러한 엽록소형광 측정 기술은 식물체의 비생물적 스트레스(수분, 건조, 고온, 저 온, 염류 및 양분결핍)의 조기 탐지에 폭넓게 활용되고 있 다(Murchie와 Lawson, 2013).
엽록소형광 측정 기술로 얻을 수 있는 정보는? 이러한 엽록소형광 측정 기술은 식물체의 비생물적 스트레스(수분, 건조, 고온, 저 온, 염류 및 양분결핍)의 조기 탐지에 폭넓게 활용되고 있 다(Murchie와 Lawson, 2013). 비생물적 스트레스는 광계 II(Photosystem II)의 기구에 영향을 주어 광합성 활성 기 능을 저하시킨다고 알려져 있으며(Yamamoto 등, 2013), 엽록소형광 측정을 통해 얻은 다양한 단일 또는 복합지수 의 분석을 통해 특정 작물의 생리적 반응 및 광합성 기구 에 대한 정보를 해석할 수 있다(Force 등, 2003).
건조 스트레스가 식물에 주는 부정적인 효과는? 식물의 광합성은 생물적(biotic) 및 비생물적(abiotic) 스트레스에 의해 크게 영향을 받는데, 특히 비생물적 스 트레스 중 건조스트레스는 광합성 활성을 제한하는 중요한 환경요인으로 알려져 있다(Bradford와 Hsiao, 1982). 부적절한 관수에 의한 건조 스트레스는 외적인 식물 생 육 저하와 함께, 세포 탈수 및 삼투압 불균형 등의 체내 생리적 변화를 야기시키며(Mahajan과 Tuteja, 2005), 품 종, 생육단계 및 스트레스 수준에 따라서도 다양한 반응 을 보인다(Abbas 등, 2019).
질의응답 정보가 도움이 되었나요?

참고문헌 (27)

  1. Abbas, A., H. Yu, H. Cui, H. Yu, and X. Li. 2019. Effect of drought stress on chlorophyll fluorescence, and biomass portioning of Aegilops tauschii L. Applied Ecology and Environmental Research 17:1071-1082. 

  2. Baker, N.R. and E. Rosenqvist. 2004. Applications of chlorophyll fluorescence can improve crop production strategies: an examination of future possibilities. Journal of Experimental Botany 55:1607-1621. 

  3. Baker, N.R. 2008. Chlorophyll fluorescence: a probe of photosynthesis in vivo. Annual Review of Plant Biology 59:89-113. 

  4. Banks, J.M. 2018. Chlorophyll fluorescence as a tool to identify drought stress in Acer genotypes. Environmental and Experimental Botany 155:118-127. 

  5. Bradford, K.J. and T.C. Hsiao. 1982. Stomatal behavior and water relations of waterlogged tomato plants. Plant Physiology 70:1508-1513. 

  6. Cen, H., H. Weng, J. Yao, M. He, J. Lv, S. Hua, H. Li, and Y. He. Y. 2017. Chlorophyll fluorescence imaging uncovers photosynthetic fingerprint of citrus huanglongbing. Frontiers in Plant Science 8:1509. 

  7. Chaerle, L., I. Leininen, H.G. Jones, and D.V.D. Streaten. 2007. Monitoring and screening plant populations with combined thermal and chlorophyll fluorescence imaging. Journal of Experimental Botany 58:773-784. 

  8. Chaves M. M. and M. M. Oliveira. 2004. Mechanisms underlying plant resilience to water deficits: prospects for watersaving agiculture. Journal of Experimental Botany 55:2365-2384. 

  9. Force, L., C. Critchley, and J.J.S. Rensen. 2003. New fluorescence parameters for monitoring photosynthesis in plants. Photosynthesis Research 78:17-33. 

  10. Gashi, B., F. Banani, and E. Kongjika. 2013. Chlorophyll fluorescence imaging of photosynthetic activity and pigment contents of the resurrection plants Ramonda serbica and Ramonda nathaliae during dehydration and rehydration. Physiology and Molecular Biology of Plants 19:333-341. 

  11. Gorbe, E. and A. Calatayud. 2012. Applications of chlorophyll fluorescence imaging technique in horticultural research: A review. Scientia Horticulturae 138:24-35. 

  12. Hazrati, S., Z. Tahmasebi-Savestani, S.A.M. Modarres- Sanavy, A. Mokhassi-Bidgoli, and S. Nicola. 2016. Effects of water stress and light intensity on chlorophyll fluorescence parameters and pigments of Aloe vera L. Plant Physiology and Biochemistry 106:141-148. 

  13. Kim, H.J., M.Y. Roh, D.H. Lee, S.H. Jeon, S.O. Hur, J.Y. Choi, S.O. Chung, and J.Y. Rhee. 2011. Feasibility test on automatic control of soil water potential using a portable irrigation controller with an electrical resistance-based watermark sensor. Journal of Bio-Environment Control 20:93-100 (in Korean). 

  14. Lawor D. W. and G. Cornic. 2002. Photosynthetic carbon assimilation and associated metabolism in relation to water deficits in higher plants. Plant, Cell & Environment 25:275-294. 

  15. Li, G.L., H.X. Wu, Y.Q. Sun, and S.Y. Zhang. 2013. Response of chlorophyll fluorescence parameters to drought stress in sugar beet seedlings. Russian Journal of Plant Physiology 60:337-342. 

  16. Mahajan, S. and N. Tuteja. 2005. Cold, salinity and drought stresses: An overview. Archives of Biochemistry and Biophysics 444:139-158. 

  17. Mishra, K.B., A. Mishara, K. Novotna, B. Rapantova, P. Hodanova, O. Urban, and K. Klem. 2016. Chlorophyll a fluorescence, under half of the adaptive growth-irradiance, for high-throughput sensing of leaf-water deficit in Arabidopsis thaliana accessions. Plant Methods 12:46. 

  18. Murchie, E.H. and T. Lawson. 2013. Chlorophyll fluorescence analysis: a guide to good practice and understanding some new applications. Journal of Experimental Botany 64:3983-3998. 

  19. Park, I.S., C.Y. Shim, and J.M. Choi. 2017. Influence of postplanting fertilizer concentrations supplied through sub-irrigation in winter season cultivation of tomato on the seedling growth and changes in the chemical properties of root media. Protected Horticulture and Plant Factory 26:35-42 (in Korean). 

  20. Ruban, A.V. 2016. Nonphotochemical chlorophyll fluorescence quenching: mechanism and effectiveness in protecting plants from photodamage. Plant Physiology 170:1903-1916. 

  21. Rungrat, T., M. Awlia, T. Brown, R. Cheng, X. Sirault, J. Fajkus, M. Trtilek, F. Furbank, M. Badger, M. Tester, B.J. Pogson, J.O. Borevitz, and P. Wilson. 2016. Using phenomic analysis of photosynthetic function for abiotic stress response gene discovery. The Arabidopsis book 14. 

  22. Wang, Z., G. Li, H. Sun, L. Ma, Y. Guo, Z. Zhao, H. Gao, and L. Mei. 2018. Effects of drought stress on photosynthesis and photosynthetic electron transport chain in young apple tree leaves. The Company of Biologists 7:035279. 

  23. Widaryanto, E., K.P. Wicaksono, and H. Najiyah. 2017. Drought effect simulation on the growth and yield quality of melon (Cucumis melo L.) Journal of Agronomy 16:147-153. 

  24. Wu Z. Z., Y. Q. Ying, Y. B. Zhang., Y. F. Bi., A. K. Wang., and X. H. Du. 2018. Alleviation of drought stress in Phyllostachys edulis by N and P application. Scientific Reports 8:228. 

  25. Yamamoto, Y., H. Hori, S. Kai, T. Ishikawa, A. Ohnishi, N. Tsumura, and N. Morita. 2013. Quality control of photosystem II: reversible and irreversible protein aggregation decides the fate of photosystem II under excessive illumination. Frontiers in Plant Science 4:433. 

  26. Yao, J., D. Sun, H. Cen, H. Xu, H. Weng,. F. Yaun, and Y. He. 2018. Phenotyping of Arabidopsis drought stress response using kinetic chlorophyll fluorescence and multicolor fluorescence imaging. Frontiers in Plant Science 9:903. 

  27. Zlatev, Z.S. 2013. Drought-induced changes and recovery of photosynthesis in two bean cultivars (Phaseolus vulgaris L.). Emirates Journal of Food & Agriculture 25:1014-1023. 

LOADING...
섹션별 컨텐츠 바로가기

AI-Helper ※ AI-Helper는 오픈소스 모델을 사용합니다.

AI-Helper 아이콘
AI-Helper
안녕하세요, AI-Helper입니다. 좌측 "선택된 텍스트"에서 텍스트를 선택하여 요약, 번역, 용어설명을 실행하세요.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.

선택된 텍스트

맨위로