멀꿀 열매 추출물의 항산화 활성 및 H2O2로 유도된 산화적 스트레스와 아세트아미노펜 독성 모델에서의 간 보호효과 Antioxidant Activities and Hepato-protective Effects of Stauntonia hexaphylla Fruit Extract Against H2O2-induced Oxidative Stress and Acetaminophen-induced Toxicity원문보기
본 연구에서는 멀꿀 열매 추출물의 세포수준에서 항산화 활성과 아세트아미노펜(APAP)으로 유도된 간 독성 동물모델에서의 간 기능 보호효과를 연구하였다. 멀꿀 열매 추출물의 총 폴리페놀 함량과 플라보노이드 함량은 각각 $16.13{\pm}0.27mg$gallic acid equivalent/g 및 $4.7{\pm}0.80mg$catechin equivalent/g이었다. 또한 DPPH 라디컬 소거능과 ORAC도 각각 $63.62{\pm}4.10{\mu}g/ml$ 및 $90.63{\pm}5.29{\mu}M$trolox equivalent/g이었다. 과산화수소로 유도된 산화적 손상에 대한 멀꿀 열매 추출물의 간세포 보호효과를 실험한 결과, $200{\mu}g/ml$에서 세포생존율이 증가하고 증가된 LDH 활성이 감소함을 확인하였다. 간세포에서 과산화수소로 산화적 스트레스를 유도하여 감소된 항산화 효소(SOD, CAT, GR, GPx)의 활성은 멀꿀 열매 추출물 처리로 활성이 증가하여 간세포를 보호하였다. 아테트아미노펜(APAP) 유도 간 손상 생쥐 모델에서 간 보호활성을 평가하였다. 간 손상 혈청 표지지표인 ALT 및 AST수준이 APAP 단독 처리군에 비해 멀꿀 열매 추출물 200 mg/kg군에서 유의적으로 감소되었으며, 간의 과산화지질함량도 감소한 것으로 나타났다. 간 조직의 병리학 검사에서도 간조직이 정상 회복되는 형태를 보였다. 이상의 결과를 토대로 멀꿀 열매 추출물이 항산화 기전을 통해 간기능 보호 효과를 나타냄을 확인할 수 있었다.
본 연구에서는 멀꿀 열매 추출물의 세포수준에서 항산화 활성과 아세트아미노펜(APAP)으로 유도된 간 독성 동물모델에서의 간 기능 보호효과를 연구하였다. 멀꿀 열매 추출물의 총 폴리페놀 함량과 플라보노이드 함량은 각각 $16.13{\pm}0.27mg$ gallic acid equivalent/g 및 $4.7{\pm}0.80mg$ catechin equivalent/g이었다. 또한 DPPH 라디컬 소거능과 ORAC도 각각 $63.62{\pm}4.10{\mu}g/ml$ 및 $90.63{\pm}5.29{\mu}M$ trolox equivalent/g이었다. 과산화수소로 유도된 산화적 손상에 대한 멀꿀 열매 추출물의 간세포 보호효과를 실험한 결과, $200{\mu}g/ml$에서 세포생존율이 증가하고 증가된 LDH 활성이 감소함을 확인하였다. 간세포에서 과산화수소로 산화적 스트레스를 유도하여 감소된 항산화 효소(SOD, CAT, GR, GPx)의 활성은 멀꿀 열매 추출물 처리로 활성이 증가하여 간세포를 보호하였다. 아테트아미노펜(APAP) 유도 간 손상 생쥐 모델에서 간 보호활성을 평가하였다. 간 손상 혈청 표지지표인 ALT 및 AST수준이 APAP 단독 처리군에 비해 멀꿀 열매 추출물 200 mg/kg군에서 유의적으로 감소되었으며, 간의 과산화지질함량도 감소한 것으로 나타났다. 간 조직의 병리학 검사에서도 간조직이 정상 회복되는 형태를 보였다. 이상의 결과를 토대로 멀꿀 열매 추출물이 항산화 기전을 통해 간기능 보호 효과를 나타냄을 확인할 수 있었다.
The antioxidant activity and protective effects of a hot water extract from the Stauntonia hexaphylla fruit (WESHF) were investigated in vitro and in vivo. The total polyphenol and flavonoid contents of WESHF were $16.13{\pm}0.27mg$ gallic acid equivalent/g and $4.7{\pm}0.80mg$...
The antioxidant activity and protective effects of a hot water extract from the Stauntonia hexaphylla fruit (WESHF) were investigated in vitro and in vivo. The total polyphenol and flavonoid contents of WESHF were $16.13{\pm}0.27mg$ gallic acid equivalent/g and $4.7{\pm}0.80mg$ catechin equivalent/g, respectively. In addition, the DPPH radical-scavenging activity ($SC_{50}$) and the Oxygen Radical Absorbance capacity of WESHF were $63.62{\pm}4.10{\mu}g/ml$ and $90.63{\pm}5.29{\mu}M$ trolox equivalent/g, respectively. The hepatoprotective effect of WESHF against hydrogen peroxide-induced oxidative damage was investigated. $H_2O_2$-induced liver damage on HepG2 cells was prevented by $200{\mu}g/ml$ of WESHF. Furthermore, to investigate the protection mechanism of WESHF on hydrogen peroxide-induced cytotoxicity in HepG2 cells, pre-treatment with $200{\mu}g/ml$ of WESHF significantly attenuated a decrease in the activities of CAT, SOD, GR, and GPx. The hepatoprotective activity of WESHF was evaluated in an experimental model of hepatic damage induced by acetaminophen (APAP). The levels of alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST) were significantly decreased in the livers of mice treated with 200 mg/kg of WESHF compared to the APAP-treated group. The lipid peroxidation level, which increased after APAP administration, was significantly reduced in the WESHF group. In addition, histological examinations of the liver showed the same protective effect of WESHF treatment. Based on these findings, it is suggested that WESHF has potent hepatoprotective effects, and the mechanism that causes this type of protection could be related to antioxidant pathways.
The antioxidant activity and protective effects of a hot water extract from the Stauntonia hexaphylla fruit (WESHF) were investigated in vitro and in vivo. The total polyphenol and flavonoid contents of WESHF were $16.13{\pm}0.27mg$ gallic acid equivalent/g and $4.7{\pm}0.80mg$ catechin equivalent/g, respectively. In addition, the DPPH radical-scavenging activity ($SC_{50}$) and the Oxygen Radical Absorbance capacity of WESHF were $63.62{\pm}4.10{\mu}g/ml$ and $90.63{\pm}5.29{\mu}M$ trolox equivalent/g, respectively. The hepatoprotective effect of WESHF against hydrogen peroxide-induced oxidative damage was investigated. $H_2O_2$-induced liver damage on HepG2 cells was prevented by $200{\mu}g/ml$ of WESHF. Furthermore, to investigate the protection mechanism of WESHF on hydrogen peroxide-induced cytotoxicity in HepG2 cells, pre-treatment with $200{\mu}g/ml$ of WESHF significantly attenuated a decrease in the activities of CAT, SOD, GR, and GPx. The hepatoprotective activity of WESHF was evaluated in an experimental model of hepatic damage induced by acetaminophen (APAP). The levels of alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST) were significantly decreased in the livers of mice treated with 200 mg/kg of WESHF compared to the APAP-treated group. The lipid peroxidation level, which increased after APAP administration, was significantly reduced in the WESHF group. In addition, histological examinations of the liver showed the same protective effect of WESHF treatment. Based on these findings, it is suggested that WESHF has potent hepatoprotective effects, and the mechanism that causes this type of protection could be related to antioxidant pathways.
또한 멀꿀 열매에 대한 연구는 LPS로 유도된 랫 족부종을 억제하는 항염증 효능[24]에 대한 보고가 있을 뿐 간세포 보호효과에 관한 연구 자료는 거의 없는 실정이다. 따라서 본 연구에서는 멀꿀 열매 추출물을 대상으로 과산화수소로 유발된 산화적 스트레스에 대한 간세포 보호 효과 및 아세트아미노펜 유도 간 독성 생쥐모델에서 간 기능 보호 효과를 검토하고자 하였다.
제안 방법
최근 나고야의정서 발효로 자생식물에 대한 관심이 증가되어 국내 토종 식물인 멀꿀에 대한 경제적 가치가 증대되고 있다. 따라서 본 논문은 멀꿀 열매에 대한 총페놀함량과 플라보노이드 함량을 측정하였고, 항산화 활성을 평가하였으며, in vitro 및 in vivo계에서 손상된 간세포에 대한 보호 효과를 확인하였다. 기존에 멀꿀에 대한 다양한 연구가 진행되지 않았으므로 본 연구는 멀꿀을 기능성 소재로 개발 시 기초자료로 활용될 수 있을 것으로 판단된다
실험동물은 일정한 조건(기온 20±2℃, 습도 50%, 명암주기 12시간)에서 1주일 적응시킨 후 체중이 25~30 g의 생쥐를 선별하여 5마리를 한 군으로 난괴법에 의해 총 5군으로 분류하였으며, 고형사료와 물은 자유로이 공급하였다. 정상군(control)과 아세트아미노펜(APAP)군은 증류수 0.1 ml/day를 투여하고, 실험군은 멀꿀 열매 추출물(50, 100, 200 mg/kg)를 3일 동안 경구 투여하였다. 최종 경구 투여 3시간 후에 APAP (400 mg/kg, i.
대상 데이터
HepG2 세포주는 American Type Culture Collection(Manassas, VA, USA)사로부터 분양 받아, 20% fetal bovine serum (FBS, gibco, Carlsbad, CA, USA)과 0.5%(V/V)의 streptomycin (50 g/ml)과 penicillin (50 IU/ml)을 첨가한 Minimum Essential Medium Eagle (MEM, Gibo) 배지를 사용하여 37℃, CO2, 95% humid air로 조절된 배양기(HERAcell 150, Thermo Electron Corp)에서 배양하였다.
본 연구에서 사용한 멀꿀 열매는 전라남도 고흥군에서 채취한 열매를 세척 후 2.1 kg에 증류수 40 l를 가하여 100℃에서 3시간 동안 가열, 추출하였다. 추출된 용액은 400메쉬 여과포로 여과한 다음 감압회전농축기(R-114, Buchi Labortechnik, Flawil, Switzerland)로 농축하였고, 여과 후 남은 잔사에 다시 동량의 증류수를 사용하여 동일 과정을 2번 더 추출, 여과 및 감압 농축하였다.
실험에 사용한 동물은 샘타코에서 5주령의 ICR계 수컷 생쥐를 구입하여 사용하였다. 실험동물은 일정한 조건(기온 20±2℃, 습도 50%, 명암주기 12시간)에서 1주일 적응시킨 후 체중이 25~30 g의 생쥐를 선별하여 5마리를 한 군으로 난괴법에 의해 총 5군으로 분류하였으며, 고형사료와 물은 자유로이 공급하였다.
데이터처리
01 software (GraphPad software, CA, USA)을 사용하여 통계 처리하였다. 결과는 시료의 평균 및 표준편차로 나타내었고 각 실험군간 비교는 일원배치분산분석(one way ANOVA)으로 분석한 후 던네트의 다중검정(Dunnnett’s multiple range tests)으로 p<0.05수준에서 시료간 유의성 여부를 검증하였다.
이론/모형
Alanine aminotransferase (ALT)와 aspartate aminotransferase (AST) 활성도는 각 기질과 효소반응을 이용한 비색법[29, 47]에 의해 제조된 assay kit (Asan Pharmaceutical, Korea)로 측정하였다
SOD 활성은 xanthine과 xanthine oxidase의 반응에서 형성된 superoxide anion radical이 tetrazolium blue와 formazan을 형성하는 원리를 이용한 방법[35], CAT 활성은 20 mM 과산화수소를 기질로 균질액 내의 CAT에 의해 감소하는 과산화수소량을 측정하는 방법[18], GPx는 Paglia와 Valentine[40]의 방법을 GR은 Carlberg와 Mannervik [5]의 방법을 사용하여 측정하였다.
총 폴리페놀 함량은 Foiln-Ciocalteu's 방법을 이용하여 측정하였다[16]. 표준물질로는 gallic acid (Sigma-Aldrich Co.
성능/효과
페놀 화합물과 플라보노이드는 식물에 많이 포함되어 있으며, 유리 라디컬의 제거를 통한 항산화 효과를 나타낸다[45, 49]. 멀꿀 열매 추출물의 총 페놀성 화합물 및 총 플라보노이드 함량을 측정한 결과는 각각 16.13±0.27 mgGAE/g, 4.70±0.80 mg CE/g이다. 멀꿀 부위별 메탄올 추출물의 총 페놀화합물 함량이 과피, 종자, 과육에서 각각 9.
아세트아미노펜에 의해 증가된 혈청 속의 ALT, AST 효소는 멀꿀 열매 추출물 처리로 아세트아미노펜 단독 처리군에 비하여 이들 효소의 활성이 농도 의존적으로 감소하는 것을 확인할 수 있었다(Table 3). 본 연구 결과 멀꿀 열매추출물 200 mg/kg로 처리한 생쥐에서 가장 강한 간 보호 효과를 확인하였다.
후속연구
따라서 본 논문은 멀꿀 열매에 대한 총페놀함량과 플라보노이드 함량을 측정하였고, 항산화 활성을 평가하였으며, in vitro 및 in vivo계에서 손상된 간세포에 대한 보호 효과를 확인하였다. 기존에 멀꿀에 대한 다양한 연구가 진행되지 않았으므로 본 연구는 멀꿀을 기능성 소재로 개발 시 기초자료로 활용될 수 있을 것으로 판단된다
지질과산화 반응은 간 기능의 부전을 야기하는 기본적 기전 중의 하나로 중요시되어왔으며 이러한 지질과산화 반응에 의한 간 손상 예방과 관련한 기전은 glutathione의 대사와 밀접하게 관련되어 있을 뿐만 아니라[54], 간 조직 내에서 superoxide를 제거하는 SOD, 그리고 과산화수소를 제거하는 CAT, glutathione peroxidase과 같은 항산화 효소들도 중요한 역할을 담당하는데 이러한 효소들은 대사 활성체에 의한 지질과산화 반응의 연쇄적 진행을 차단한다[48]. 본 연구에서는 동물실험에서 CYPE효소활성, glutathione함량의 변화를 측정하지 않았으나 세포수준에서 멀꿀 열매 추출물의 항산화 활성 향상을 확인한 바 아세트아미노펜에 의한 간 손상 회복 기전에 항산화 효소가 관련되었을 것으로 사료되며 앞으로의 연구에서 간 독성 작용기전에 대한 간 약물대사효소의 변화와 GSH availability 변화에 대한 연구가 진행되어야 할 것으로 사료된다.
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
멀꿀이란 무엇인가?
멀꿀(Stauntonia hexaphylla)은 남부해안지역에서 자생하는 으름덩굴과 상록덩굴식물로[1], 4월~5월 중순에 흰색 꽃이 피고, 검붉은 색의 열매가 9월~11월에 열린다[42]. 한국의 남부 해안지역을 비롯하여 일본, 중국 등 따뜻한 저지대 지역과 산기슭에서 자라고, 중국에서는 전통적으로 진통, 진정 및 이뇨제로 사용했다[51].
간은 어떤 역할을 하는가?
간은 에너지대사와 내인성, 외인성 물질에 대한 해독 작용을 수행하는 기관으로 물질대사 과정에서 많은 활성산소를 생성하고 과도하게 발생된 활성산소는 산화적 스트레스를 유발하여 다양한 급 만성 질환을 유발시킬 수 있다[8]. 아세트아미노펜(acetaminophen, APAP)은 진통제 및 해열제로 사용되는 의약품으로 과용량 복용시 간 내 cytochrome P450효소에 의해 대사된 독성 중간산물이 증가하면서 무독화반응의 균형이 깨져 잔여 중간대사체가 세포칼슘기능 이상, 지질과산화유발, 미토콘드리아 기능 저하 등을 일으켜 간 독성을 유발한다[4, 14].
아세트아미노펜의 과용량 복용은 간세포에 어떤 영향을 미치는가?
간은 에너지대사와 내인성, 외인성 물질에 대한 해독 작용을 수행하는 기관으로 물질대사 과정에서 많은 활성산소를 생성하고 과도하게 발생된 활성산소는 산화적 스트레스를 유발하여 다양한 급 만성 질환을 유발시킬 수 있다[8]. 아세트아미노펜(acetaminophen, APAP)은 진통제 및 해열제로 사용되는 의약품으로 과용량 복용시 간 내 cytochrome P450효소에 의해 대사된 독성 중간산물이 증가하면서 무독화반응의 균형이 깨져 잔여 중간대사체가 세포칼슘기능 이상, 지질과산화유발, 미토콘드리아 기능 저하 등을 일으켜 간 독성을 유발한다[4, 14].
참고문헌 (56)
Akira, I. and Hideji, I. 1989. The triterpenes from Stauntonia hexaphylla call tissues and their biosynthetic significance. J. Nat. Prod. 52, 623-628.
Alia, M., Ramis, S., Mateos, R., Granado-Serrano, A. B., Bravo, L. and Goya, L. 2013. Antioxidant activities of hot water extract from cornus walteri wanger against oxidative stress induced by tert-butyl hydroperoxide in HepG2 cells. J. Kor. Soc. Food Sci. Nutr. 42, 1525-1532.
Bradford, M. M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248-254.
Bray, B. J. and Rosengren, R. J. 2001. Retinol potentiates acetaminopheninduced hepatotoxicity in the mouse: Mechanistic studies. Toxicol. Appl. Pharm. 173, 129-136.
Carlberg, I. and Mannervik, B. 1975. Purification and characterization of the flavoenzyme glutathione reductase from rat liver. J. Biol. Chem. 250, 5475-5480.
Carmichael, J., DeGraff, W. G., Gazdar, A. F., Minna, J. D. and Mitchell, J. B. 1987. Evaluation of a tetrazolium-based semiautomated colorimetric assay: assessment of chemosensitivity testing. Cancer Res. 47, 936-942.
Chen, X., Zhong, Z., Xu, Z., Chen, L. and Wang, Y. 2011. No protective effect of curcumin on hydrogen peroxide induced cytotoxicity in HepG2 cells. Pharmacol. Rep. 63, 724-732.
Clissold, S. P. 1986. Pracetamol and phenacetin. Drugs 4, 46-59.
Eu, J. B., Kim, S. O., Seoung, T. J., Choi, S. G., Cho, S. H. and Choi, C. Y. 2010. Protective effect of theanine on the acetaminophen-induced hepatotoxicity. J. Kor. Soc. Food Sci. Nutr. 39, 350-355.
Fisher, L., Green, M. D. and Harman, A. W. 1982. Levels of acetaminophen and its metabolites in mouse tissues after a toxic does. J. Pharmacol. Exp. Ther. 221, 407-413.
Floege, l. A., Kim, D. O., Chung, S. J., Koo, S. I. and Chun, O. K. 2011. Comparison of ABTS/DPPH assays to measure antioxidant capacity in popular antioxidant-rich US foods. J. Food Compos. Anal. 24, 1043-1048.
Gao, H., Zhao, F. and Chen, G. D. 2009. Bidesmoside triterpenoid glycosides from Stauntonia chinensis and relationship to antiinflammation. Phytochemistry 70, 795-806.
Guengerich, F. P., Kim, D. H. and Iwasaki, M. 1991. Role of human cytochrome P-450 IIEL in the oxidation of many low molecular weight cancer suspects. Chem. Res. Toxicol. 4, 168-179.
Gum, S. I., Lee, D. U. and Cho, M. K. 2007. Protective effects of water extracts composed of Adenophora triphylla var. japonica Hara on the acetaminophen-induced hepatotoxicity. Kor. J. Food Sci. Technol. 39, 688-693.
Gutfinger, T. 1981. Polyphenols in olive oils. J. Am. Oil Chem. Soc. 58, 966-968.
Heim, K. E., Tagliaferro, A. R. and Bobilya, D. J. 2002. Flavonoid antioxidant: chemistry, metabolism, and structure-activity relationships. J. Nutr. Biochem. 13, 572-584.
Hugo, A. 1984. Catalase in vitro. Methods Enzymol. 105, 121-126.
Hwang, S. H., Kwon, S. H., Kim, S. B. and Lim, S. S. 2017. Inhibitory activities of Stauntonia hexaphylla leaf constituents on rat lens aldose reductase and formation of advanced glycation end products and antioxidant. BioMed. Res. Int. 2017, 1-8.
Jeong, C. H., Choi, G. N., Kim, J. H., Kwak, J. H., Kim, D. O., Kim, Y. J. and Heo, H. J. 2010. Antioxidant activities from the aerial parts of platycodon grandiflorum. Food Chem. 118, 278-282.
Jeong, C. H., Jang, S. T., Joo, O. S., Lee, S. C., Shin, Y. H., Shim, K. H., Cho, S. H., Choi, S. G. and Heo, H. J. 2009. Phenolic content, antioxidant effect and acetylcholinesterase inhibitory activity of Korean commercial green, puer, oolong, and black teas. Kor. J. Food Preserv. 16, 230-237.
Karadag, A., Ozcelik, B. and Saner, S. 2009. Review of methods to determine antioxidant capacities. Food Anal. Methods 2, 41-60.
Kim, A. K. and Kim, J. H. 2001. Alterations of antioxidant enzymes in response to oxidative stress and antioxidants. Biomol. Ther. 9, 249-257.
Kim, J. Y., Kim, H. S., Choi, H. J., Jo, A, Kang, H. W., Yun, H. J., Choi, S. Y. and Im, S. J. 2018. Anti-inflammatory effects of a stauntonia hexaphylla fruit extract in lipopolysaccharideactivated raw-264.7 macrophages and rats by carrageenan-induced hind paw swelling. Nutrients 10, 1-12.
Kim, O. S., Park, S. S. and Sung, J. M. 2012. Antioxidant activity and fermentation characteristics of traditional black rice wine. J. Kor. Soc. Food Sci. Nutr. 41, 1693-1700.
Kim, S. H. and Kim, Y. M. 2007. Determination of the antioxidant capacity of Korean ginseng using an ORAC Assay. J. East Asian Soc. Dietary Life 17, 393-401.
Kim, S. J. and Han, D. S. 2005. Effect of plants extract on lipid peroxidation of rat brain tissue induced by reactive oxygen species. Kor. J. Food Sci. Technol. 17, 393-401.
Kim, Y. S., Hwang, J. W., Park, P. J. and Jeong, J. H. 2014. Antioxidant activity and protective effects of extracts from Chrysanthemum boreale on t-BHP induced oxidative stress in Chang cells. J. Kor. Soc. Food Sci. Nutr. 43, 60-66.
Kind, P. R. N. and King, E. J. 1954. Estimation of plasma phosphatase by determination of hydrolysed phenol with amino antipyrine. J. Clin. Pathol. 7, 322-326.
Koh, E. K., Lee, Y. J., Kim, J. E., Kwak, M. H., Go, J., Son, H. J., Lee, H. S., Jung, Y. J. and Hwang, D. Y. 2014. Protective Effect of aqueous extracts of Styela Clava Tunic against apoptosis of HepG2 Cells induced by hydrogen peroxide. J. Life Sci. 24, 595-602.
McCord, J. M. and Fridovich, I. 1969. Superoxide dismutase. An enzymic function for erythrocuprein (hemocuprein). J. Biol. Chem. 244, 6049-6055.
Michiels, C., Raes, M., Toussaint, O. and Remacle, J. 1994. Importance of se-glutathione peroxidase, catalase, and Cu/Zn SOD for cell survival against oxidative stress. Free Radic. Biol. Med. 17, 235-248.
Min, K. C. and Jhoo, J. W. 2013. Antioxidant activity and inhibitory effect of Taraxacum officinale extracts on nitric oxide production. Kor. J. Food Sci. Technol. 45, 206-212.
Moreno, M. I. N., Isla, M. I., Sampietro, A. R. and Vattuone, M. A. 2000. Comparison of the free radical-scavenging activity of propolis from several regions of Argentina. J. Ethnopharmacol. 71, 109-114.
Oleg, M., Miriam, W. L., Kenneth, R., Laishun, C., Ghung, Y. and Masayori, L. 1999. Acetaminophen toxicity. J. Biol. Chem. 274, 10348-10335.
Paglia, D. E. and Valentine, W. N. 1967. Studies on the quantitative and qualitative characterization of erythrocyte glutathione peroxidase. J. Lab. Clin. Med. 70, 158-169.
Park, J. H., Park, H. M., Kang, S. J., Kang, E. J., Lee, D. H. and Kim, D. I. 2012. Originals: Quality characteristics and granule manufacture of mulberry and blueberry fruit extracts. Kor. J. Food Cookery Sci. 28, 375-382.
Park, J. O., Jeong, B. J., Park, M. Y., Kang, S. Y., Kang, J. G., Park, Y. J. and Heo, B. G. 2010. Effect of gamma ray irradiation on the seed germination, growth and variant induction of Hibiscus hamabo and stauntonia hexaphylla. J. Life Sci. Nat. Res. 32, 85-95.
Park, Y. J., Park, Y. S., Towantakavanit, K., Park, J. O., Kim, Y. M., Jung, K. J., Cho, J. Y., Lee, K. D. and Heo, B. G. 2009. Chemical components and biological activity of stauntonia hexaphylla. Kor. J. Plant Res. 22, 403-411.
Pellegrini, M. and Baldari, C. T. 2009. Apoptosis and oxidative stress-related disease: the p66shc connection. Curr. Mol. Med. 9, 392-398.
Reitman, S. and Frankel, S. A. 1957. Colorimetric method for determination of serum glutamic oxalacetic and glutamic pyruvic transaminases. Am. J. Clin. Pathol. 28, 56-63.
Vendemiale, G., Altomare, E., Grattagliano, I. and Albano, O. 1989. Increased plasma levels of glutathione and malondialdehyde after acute ethanol ingestion in humans. J. Hepatol. 9, 359-365.
Wang, E. J., Li, Y., Lin, M., Chen, L., Stein, A. P., Reuhl, K. R. and Yang, C. S. 1996. Protective effects of garlic and related organosulfurcompounds on acetaminophen-induced hepatotoxicity in mice. Toxicol. Appl. Pharmacol. 136, 146-154.
Wang, H. B., Mayer, R., Rucker, G., Yang, J. J. and Matteson, D. S. 1998. A phenolic glycoside and triterpenoids from Stauntonia hexaphylla. Phytochemistry 47, 467-470.
Wei, Y., Ma, C., Chen, D. and Hattori, M. 2008. Anti-HIV-1 protease triterpenoids from Stauntonia obovatifoliola Hayata subsp. Phytochemistry 69, 1875-1879.
Yonamine, M., Aniya, Y., Yokomakura, T., Koyama, T., Nagamine, T. and Nakanishi, H. 1996. Acetaminophen-derived activation of liver microsomal glutathione S-transferse of rats. J. Pharmacol. 72, 175-181.
Yung, J. H., Chiu, L. C. and Ooi-Clin, V. 1994. Effect of polysaccaride peptide on glutathione and protection against paracetamol- induced hepatotoxity in the rat. Clin. Pharmacol. 16, 723-729.
Yu, Y. H., Seo, S. J., Hur, J. M., Park, R. K., So, H. S., Jeon, B. H. and You, Y. O. 2006. Protective effect of urolic acid from corni fructus on the hydrogen peroxide-induced damage of HEI-OC1 auditory cells. Kor. J. Oriental Physiol. Pathol. 20, 1524-1529.
Zhao, J., Yim, S. H. and Um, J. I. 2014. Cytotoxic component in an extract from the leaves and stems of Stauntonia hexaphylla. Nat. Prod. Sci. 20, 130-134.
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