초록 ▼

혈액제제의 안전성 확보를 위한 위해 바이러스 제거 및 불활화 방법등의 검증법을 확립하고자 하였다. 이를 위해 다음과 같은 연구를 수행하였다.
1) 미국, 유럽 등 외국 및 국제기구의 바이러스 제거 및 불활화 방법등의 검증에 대한 관리 지침의 검토 및 분석
2) 문헌에 나타난 선진국의 사례를 중심으로 혈액제제 제조공정에서 바이러스 제거 및 불활화 방법 및 효율성 검토
3) 혈액제제의 안전성 검증에 사용되는 바이러스와 세포주의 배양법 확립
4) 바이러스와 세포주를 master virus, master cel

혈액제제의 안전성 확보를 위한 위해 바이러스 제거 및 불활화 방법등의 검증법을 확립하고자 하였다. 이를 위해 다음과 같은 연구를 수행하였다.
1) 미국, 유럽 등 외국 및 국제기구의 바이러스 제거 및 불활화 방법등의 검증에 대한 관리 지침의 검토 및 분석
2) 문헌에 나타난 선진국의 사례를 중심으로 혈액제제 제조공정에서 바이러스 제거 및 불활화 방법 및 효율성 검토
3) 혈액제제의 안전성 검증에 사용되는 바이러스와 세포주의 배양법 확립
4) 바이러스와 세포주를 master virus, master cell, working virus, working cell로 구분하여 banking
5) 검증법의 Method Validation 기반 구축: 확립된 검증법의 신뢰성(Reliability)을 보증하기 위해 확립된 실험법의 정확성(accuracy), 정밀성(precision), 견뢰성(ruggedness), 직선성(linearity), 정량한계(limit of quantitation) 등을 검증하기 위한 기반을 구축
6) 제조공정의 scale-down 시험법 정립
7) 혈액제제 생산공정의 바이러스 안전성 검증 기반 구축
8) 구축된 시스템을 활용하여 바이러스 불활화 검증 실시 후 검증 시스템 적합성 평가

Abstract ▼

Since the first introduction of biopharmaceuticals, there has been concern regarding transmission of infectious disease by products derived from biological substrates, due to sporadic incidents involving vaccines, hormones, and blood products. Especially special precautions must be taken during the

Since the first introduction of biopharmaceuticals, there has been concern regarding transmission of infectious disease by products derived from biological substrates, due to sporadic incidents involving vaccines, hormones, and blood products. Especially special precautions must be taken during the production of plasma-derived products to assure against the possibility of the products transmitting infectious diseases to the recipients, because these products are manufactured from pooled-human plasma. For a long time the major risk associated with the use of blood products was viral infection such as Hepatitis A, B, C, and G, Human immunodeficiency virus (HIV), Human T-cell lymphotropic viruses (HTLV) I and II, and parvovirus B19. Recently the transmissible spongiform encephalopathies (TSE's) have drawn particular attention to this risk. Measures taken to prevent infection by the use of plasma-derived products include selection of donors and screening of individual donations, starting materials and final products for markers of infection with known viruses. Clinical follow up of recipients is the final proof of the safety of a product. Given current detection limitations, it is still impossible to document an absolute absence of viruses. Therefore, the logical approach is that recommended by regulatory groups: incorporating multiple overlapping robust viral clearance(inactivation and removal) methods concurrent with in-process and end-product testing. And all the virus clearance steps should be validated using scientific and logical procedures. Validation of the process for viral inactivation/removal can play an essential and important role in establishing the safety of blood-products. The aim of viral validation is to provide evidence that production process will effectively inactivate/remove viruses which are either known to contaminate the starting materials, or which could concenivably do so, and to provide indirect evidence that the production process might inactivate/remove novel or unpredictable virus contamination. The objective of this study is to establish the virus validation system for blood products.
Guidelines on virus validation studies issued by USA, EU, and international organizations were reviewed and analyzed in order to establish an international standard of virus validation system. Bovine herpes virus (BHV), Bovine viral diarrhoea virus (BVDV), Hepatitis A virus (HAV), Murine encephalomyocarditis virus (EMCV), Porcine parvovirus (PPV), and Bovine parvovirus (BPV) were chosen as the relevant and model viruses for virus validation studies and cultivated. Master and working viruses and cells for virus culture and titration were banked. Virus assay validation methods were established according to FDA, EMEA, and ICH guidelines and the 50% tissue culture infectious dose ($TCID_{50}$) assay for quantitation of BHV was validated. The accuracy, precision, ruggedness, linearity, and limit of quantitation of BHV assay method were successfully validated to assure the reliability of the quantitation method. The methods for scale-down validation of the production process were designed and also virus validation procedure was established. The efficacy of pasteurization, low pH incubation, and 0.1 M NaOH treatment processes in the inactivation of HAV and EMCV was examined according to the validation procedure established through this study.

목차 Contents

• 표지...1
• 용역연구개발사업최종보고서...2
• 제출문...4
• 요약문...5
• SUMMARY...8
• 목차...9
• 제1장 서론...12
• 1.1. 혈장 유래 의약품...12
• 1.2. 혈장 유래 의약품의 바이러스 안전성...13
• 1.3. 바이러스 제거 또는 불활화 방법...15
• 1.3.1. 바이러스 제거 공정...15
• 1.3.2. 바이러스 불활화 공정...16
• 1.4. 바이러스 안전성 검증의 필요성...16
• 1.5. 연구의 내용 및 범위...18
• 제2장 국내.외 기술개발 현황...19
• 2.1. 국내 기술 현황...19
• 2.2. 국외 기술 현황...20
• 제3장 연구개발수행 내용 및 결과...21
• 3.1. 미국, 유럽 등 외국 및 국제기구의 바이러스 제거 및 불활화 방법등의 검증에 대한 관리 지침의 검토 및 분석...21
• 3.2. 혈액제제 제조공정에서 바이러스 제거 및 불활화 방법 및 효율성 검토 선진국의 사례를 중심으로 한 문헌적 고찰...21
• 3.2.1. 열처리...23
• 3.2.2. Solvent/Detergent (S/D) 처리...31
• 3.2.3. Methylene Blue Phototreatment...35
• 3.2.4. Chlorin-Type Photosensitizer...37
• 3.2.5. 3,3...37
• 3.2.6. Psoralens .처리...37
• 3.2.7. Beta-Propiolactone 처리...37
• 3.2.8. S-Sulfonation...39
• 3.2.9. Hydrostatic pressure...39
• 3.2.10. Iodine 처리...39
• 3.2.11. Caprylate 처리...39
• 3.2.12. UVC Irradiation...40
• 3.2.13. Pulsed light...40
• 3.2.14. Gamma Irradiation...40
• 3.2.15. Pepsin and low pH 처리...40
• 3.2.16. Low pH 처리...42
• 3.2.17. Virus filter...42
• 3.3. 혈액제제의 안전성 검증에 사용되는 바이러스와 세포주의 배양법 확립...45
• 3.3.1. 검증용 바이러스 선택 기준...45
• 3.3.2. 검증용 바이러스...46
• 3.3.3. 검증용 바이러스와 세포주의 배양법 확립...47
• 3.4. 바이러스와 세포주의 banking...54
• 3.5. 검증법의 Method Validation 기반 구축...54
• 3.6. 제조공정의 Scale-down 시험법 정립...56
• 3.6.1. 분획공정의 scale-down 검증...57
• 3.6.2. 열처리공정의 scale-down 검증...57
• 3.6.3. S/D treatment의 scale-down 검증...58
• 3.6.4. Low pH 공정의 scale-down 검증...59
• 3.6.5. Virus filter 공정의 scale-down 검증...59
• 3.6.6. Chromatography 공정의 scale-down 검증...60
• 3.6.7. 동결건조 공정의 scale-down 검증...61
• 3.7. 제조공정의 바이러스 안전성 검증 기반 구축...61
• 3.7.1. 제조공정에서 바이러스 제거 및 불활화 단계 선정...61
• 3.7.2. 공정 시료의 cytotoxicity와 interference test...62
• 3.7.3. Scale-down 제조공정에 바이러스 spiking...62
• 3.7.4. 공정시료의 바이러스 정량 분석...62
• 3.7.5. 검증 실험 결과의 해석...63
• 3.7.6. 검증 실험 결과의 해석을 위한 고려 사항...63
• 3.7.7. Scale-down 제조공정에 바이러스 spiking 실험시 고려 사항 : Worst case conditions...64
• 3.8. HAV와 EMCV의 비교 검증 연구...66
• 3.8.1. 비교 검증 연구의 목적...66
• 3.8.2. 연구의 범위...66
• 3.8.3. 바이러스 특성 비교...66
• 3.8.4. 재료...66
• 3.8.5. 연구 방법...67
• 3.8.6. 결과...68
• 3.8.7 요약 및 결론...70
• 제4장 연구개발목표 달성도 및 대외기여도...74
• 4.1. 연구개 발목표 달성도...74
• 4.2. 대외기여도...75
• 제5장 연구개발결과의 활용성과 및 계획...76
• 가. 계량적 성과...76
• 나. 성과내용기술...76
• 다. 활용계획...76
• 제6장 기타 중요변경사항...77
• 제7장 참고문헌...78
• 별첨 1. 바이러스 배양 방법서 (예시)...89
• 별첨 2. 주세포보존/사용기록서 (예시)...92
• 별첨 3. 시험용상용세포보존/사용기록서 (예시)...94
• 별첨 4. 주바이러스 관리기록서 (예시)...96
• 별첨 5. 상용바이러스 관리기록서 (예시)...97
• 별첨 6. 시험법 검증보고서...98
• 별첨 7. Cytotoxicity 시험방법서...115
• 별첨 8. Interference 시험방법서...118
• 연구과제 (세부과제) 요약서...122