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초록

전북 전주시 완산구의 토양으로부터 국내 미기록종인 균류를 분리하였다. 형태학적 특징 및 ITS영역, ${\beta}-tubulin$, $EF1-{\alpha}$ 유전자를 이용한 계통학적 분석 결과, 토양에서 분리한 균류는 Diaporthe tectonae인 것으로 확인되었으며, 본 연구를 통해 D. tectonae가 국내에 존재함을 최초로 보고하였다.

Abstract AI-Helper 아이콘AI-Helper

An unrecorded fungal species in Korea, Diaporthe tectonae was isolated from soil in Jeon-ju of Korea. The isolate was characterized morphologically, and a phylogenetic analysis using a combined dataset of internal transcribed spacer, ${\beta}-tubulin$, and elongation factor $1-{\alph...

주제어

AI 본문요약
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문제 정의

  • 이러한 계통학적 유연관계 분석에는 진균류의 분석에 주로 사용되는 유전자인 internal transcribed spacer (ITS) 영역과 함께 β-tubulin (BT), translation elongation factor 1-α (EF1-α), actin (ACT), calmodulin (CAL) 등 다양한 유전자를 활용하는 다자위 염기서열 분석 (multi-locus sequence analysis)이 주로 사용되고 있다[8]. 본 연구에서는 국내의 토양에 존재하는 균류의 다양성을 조사하는 과정에서 국내에 아직 보고되지 않은 Diaporthe tectonae를 분리하여 그 형태 및 계통학적 특성을 보고하고자 한다.
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질의응답

핵심어 질문 논문에서 추출한 답변
Diaporthe속이란? Diaporthe속(Diaporthaceae, Diaporthales)은 주로 목본계 식물에서 발견되는 진균류로서, 많은 종류의 식물병원균 및 내생균을 포함하고 있다. 특히, 이 균은 다양한 기주식물에 가지 및 줄기마름병, 점무늬병이나 뿌리썩음병 등을 일으키는 것으로 알려져 있는 중요한 분류군이다[1].
분자생물학적 계통분석이 이루어짐에 따라 어떤 분석을 할 수 있게 되었는가?? 따라서 Diaporthe속에 속하는 진균류의 분류학적 재고찰의 필요성이 제기되고 있으며, 균학적 형태 분석과 더불어 분자생물학 기법을 활용한 계통학적 유연관계 분석이 활발하게 진행되고 있다[12]. 분자생물학적 계통분석이 이루어짐에 따라 유성세대 Diaporthe속과 무성세대 Phomopsis속 간의 상관관계에 대한 분석이 이루어지고 있으며. 이러한 계통학적 유연관계 분석에는 진균류의 분석에 주로 사용되는 유전자인 internal transcribed spacer (ITS) 영역과 함께 β-tubulin (BT), translation elongation factor 1-α (EF1-α), actin (ACT), calmodulin (CAL) 등 다양한 유전자를 활용하는 다자위 염기서열 분석 (multi-locus sequence analysis)이 주로 사용되고 있다[8].
Diaporthe속은 어떤 질병을 유발하는가? Diaporthe속(Diaporthaceae, Diaporthales)은 주로 목본계 식물에서 발견되는 진균류로서, 많은 종류의 식물병원균 및 내생균을 포함하고 있다. 특히, 이 균은 다양한 기주식물에 가지 및 줄기마름병, 점무늬병이나 뿌리썩음병 등을 일으키는 것으로 알려져 있는 중요한 분류군이다[1]. 또한 Diaporthe속의 진균류는 다양한 식물에서 내생균으로 발견되기도 하는데 느릅나무나 소나무, 티크, 눈측백 등과 같이 다양한 목본류 식물로부터 분리된 보고가 있다[2-5].
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참고문헌 (18)

  1. Udayanga D, Castlebury LA, Rossman AY, Hyde KD. Species limits in Diaporthe: molecular re-assessment of D. citri, D. cytosporella, D. foeniculina and D. rudis. Persoonia 2014;32:81-101. 

  2. Brayford D. Variation in Phomopsis isolates from Ulmus species in the British Isles and Italy. Mycol Res 1990;94:691-7. 

  3. Eo JK, Lee BH, Eom AH. Diversity of endophytes isolated from Thuja koraiensis Nakai in the Korean peninsula. Kor J Mycol 2016;44:113-7. 

  4. Murali TS, Suryanarayanan TS, Geeta R. Endophytic Phomopsis species: host range and implications for diversity estimates. Can J Microbiol 2006;52:673-80. 

  5. Botella L, Diez JJ. Phylogenic diversity of fungal endophytes in Spanish stands of Pinus halepensis. Fungal Divers 2011;47:9-18. 

  6. Kobayashi H, Meguro S, Yoshimoto T, Namikoshi M. Absolute structure, biosynthesis and anti-microtubule activity of phomopsidin, isolated from a marine derived fungus Phomopsis sp. Tetrahedron 2003;59:455-9. 

  7. Lin X, Huang Y, Fang M, Wang J, Zheng Z, Su W. Cytotoxic and antimicrobial metabolites from marine lignicolous fungi, Diaporthe sp. FEMS Microbiol Lett 2005;251:53-8. 

  8. Gomes RR, Glienke C, Videira SI, Lombard L, Groenewald JZ, Crous PW. Diaporthe: a genus of endophytic, saprobic and plant pathogenic fungi. Persoonia 2013;31:1-41. 

  9. Crous PW, Groenewald JZ. Hosts, species and genotypes: opinions versus data. Australas Plant Pathol 2005;34:463-70. 

  10. van Niekerk JM, Groenewald JZ, Farr DF, Fourie PH, Halleer F, Crous PW. Reassessment of Phomopsis species on grapevines. Australas Plant Pathol 2005;34:27-39. 

  11. Diogo EL, Santos JM, Philips AJ. Phylogeny, morphology and pathogenicity of Diaporthe and Phomopsis species on almond in Portugal. Fungal Divers 2010;44:107-15. 

  12. Rossman AY, Adams GC, Cannon PF, Castlebury LA, Crous PW, Gryzenhout M, Jaklitsch WM, Mejia LC, Stoykov D, Udayanga D, et al. Recommendations of generic names in Diaporthales competing for protection or use. IMA Fungus 2015;6:145-54. 

  13. Doilom M, Dissanayake AJ, Wanasinghe DN, Boonmee S, Liu JK, Bhat DJ, Taylor JE, Bahkali AH, McKenzie EH, Hyde KD. Microfungi on Tectona grandis (teak) in northern Thailand. Fungal Divers 2017;82:107-82. 

  14. White TJ, Bruns TD, Lee SB, Taylor JW. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: Innis MA, Gelfand DH, Sninsky JJ, editors. PCR protocols: a guide to methods and applications. San Diego: Academic Press; 1990. p. 315-22. 

  15. Glass NL, Donaldson GC. Development of primer sets designed for use with the PCR to amplify conserved genes from filamentous ascomycetes. Appl Environ Microbiol 1995;61:1323-30. 

  16. Carbone I, Kohn LM. A method for designing primer sets for the speciation studies in filamentous ascomycetes. Mycologia 1999;91:553-6. 

  17. Tamura K, Stecher G, Peterson D, Filipski A, Kumar S. MEGA6: molecular evolutionary genetics analysis version 6.0. Mol Biol Evol 2013;30:2725-9. 

  18. Crous PW, Carris LM, Giraldo A, Groenewald JZ, Hawksworth DL, Hernandez- Restrepo M, Jaklitsch WM, Lebrun MH, Schumacher RK, Stielow JB, et al. The genera of fungi - fixing the application of the type species of generic names - G2: Allantophomopsis, Latorua, Macrodiplodiopsis, Macrohilum, Milospium, Protostegia, Pyricularia, Robillarda, Rotula, Septoriella, Torula, and Wojnowicia. IMA Fungus 2015;6:163-98. 

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