저수온에 노출된 말쥐치 Thamnaconus modestus의 생존율, 혈액학적 및 조직학적 반응 Survival, Hematologic and Histological Changes of File Fish Thamnaconus modestus Adult Exposed to Different Lower Temperature원문보기
수온은 양식어류의 생존에 영향을 미치는 가장 주요한 환경 요인이며, 겨울철 급작스런 수온 하강은 양식어류의 질병과 집단폐사 발생의 요인이 되기도 한다. 본 연구는 겨울철 수온 하강으로 인해 빈번하게 폐사가 발생하고 있는 말쥐치의 양식관리를 위한 기초자료로 활용하기 위해 말쥐치의 하한수온내 성범위, 산소소비율, 혈액학적 및 조직학적 반응을 조사하였다. 수온 5℃에서 노출 3일째, 수온 6℃에서는 노출 4일째 모두 폐사하여 말쥐치의 저수온에 대한 반수치사 하한수온은(LT50) 6.97℃ (6.69~7.27℃)였다. 산소소비율은 수온 하강에 따라 감소하여 수온 간 유의한 차이(p<0.05)를 나타내었다. 혈액내 활성산소 소거효소인 SOD활성도는 대조구 10℃에 비해 수온 6℃에서 유의하게 상승하였다(p<0.05). 반면 CAT는 실험수온 간에 유의한 변화를 나타내지 않았다(p>0.05), 삼투질농도는 대조구와 실험수온 간 유의한 차이는 나타나지 않았다(p>0.05). 코티졸은 대조구에 비해 수온 하강에 따라 증가하였으며 수온 간 유의한 차이를 나타내었다(p<0.05). 간의 조직학적 변화는 혈관내 혈구의 감소, 간세포의 공포화와 간세포 핵의 응축, 췌장 외분비 선세포의 위축 및 효소원과립들이 감소하였다.
수온은 양식어류의 생존에 영향을 미치는 가장 주요한 환경 요인이며, 겨울철 급작스런 수온 하강은 양식어류의 질병과 집단폐사 발생의 요인이 되기도 한다. 본 연구는 겨울철 수온 하강으로 인해 빈번하게 폐사가 발생하고 있는 말쥐치의 양식관리를 위한 기초자료로 활용하기 위해 말쥐치의 하한수온내 성범위, 산소소비율, 혈액학적 및 조직학적 반응을 조사하였다. 수온 5℃에서 노출 3일째, 수온 6℃에서는 노출 4일째 모두 폐사하여 말쥐치의 저수온에 대한 반수치사 하한수온은(LT50) 6.97℃ (6.69~7.27℃)였다. 산소소비율은 수온 하강에 따라 감소하여 수온 간 유의한 차이(p<0.05)를 나타내었다. 혈액내 활성산소 소거효소인 SOD활성도는 대조구 10℃에 비해 수온 6℃에서 유의하게 상승하였다(p<0.05). 반면 CAT는 실험수온 간에 유의한 변화를 나타내지 않았다(p>0.05), 삼투질농도는 대조구와 실험수온 간 유의한 차이는 나타나지 않았다(p>0.05). 코티졸은 대조구에 비해 수온 하강에 따라 증가하였으며 수온 간 유의한 차이를 나타내었다(p<0.05). 간의 조직학적 변화는 혈관내 혈구의 감소, 간세포의 공포화와 간세포 핵의 응축, 췌장 외분비 선세포의 위축 및 효소원과립들이 감소하였다.
Temperature is one of the most important criteria considered in species preference for aquaculture. Acute drop in temperature during winter is a cause of disease and mass mortality in farmed fish. This study was carried out the low water temperature tolerance, oxygen consumption, hematologic and his...
Temperature is one of the most important criteria considered in species preference for aquaculture. Acute drop in temperature during winter is a cause of disease and mass mortality in farmed fish. This study was carried out the low water temperature tolerance, oxygen consumption, hematologic and histological responses to use as basic data for the management of fish farming which frequently cause death due to winter water temperature drop. Low-lethal water temperature for 4 days of file fish Thamnaconus modestus (4day-LT50) was 6.97℃ (6.69~7.27℃). Oxygen consumption rate decreased with decreasing water temperature, showing a significant difference between water temperatures. SOD activity increased significantly at 6℃ experimental group than control group (10℃) (p0.05). Cortisol increased with decreasing experimental water temperature compared to control group. Histological changes in the liver include decreased blood vessels in the blood vessels, proliferation of acid cells, condensation of the nucleus, atrophy of pancreatic exocrine gland cells, and enzyme source granules.
Temperature is one of the most important criteria considered in species preference for aquaculture. Acute drop in temperature during winter is a cause of disease and mass mortality in farmed fish. This study was carried out the low water temperature tolerance, oxygen consumption, hematologic and histological responses to use as basic data for the management of fish farming which frequently cause death due to winter water temperature drop. Low-lethal water temperature for 4 days of file fish Thamnaconus modestus (4day-LT50) was 6.97℃ (6.69~7.27℃). Oxygen consumption rate decreased with decreasing water temperature, showing a significant difference between water temperatures. SOD activity increased significantly at 6℃ experimental group than control group (10℃) (p0.05). Cortisol increased with decreasing experimental water temperature compared to control group. Histological changes in the liver include decreased blood vessels in the blood vessels, proliferation of acid cells, condensation of the nucleus, atrophy of pancreatic exocrine gland cells, and enzyme source granules.
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문제 정의
본 연구는 겨울철 수온 하강으로 인해 빈번하게 폐사가 발생하고 있는 말쥐치, Thamnaconus modestus의 양식현안을 해소하고 양식관리를 위한 기초자료로 활용하기 위해 말쥐치의 하한수온내성범위, 대사반응, 혈액학적 및 조직학적 반응에 대한 연구를 수행하였다.
제안 방법
3∼6은 수온 하강에 따른 스트레스반응을 조사하기 위하여 실험수온 노출 후 4일째 생존한 개체를 대상으로 말쥐치의 혈액내 SOD, CAT, Osmolality 및 cortisol의 변화를 분석하였다.
말쥐치의 스트레스반응을 조사하기 위하여 각 실험수온에 노출시킨 후 4일째 살아있는 개체를대상으로 미부에서 1 mL 주사기를 이용해 혈액을 채취하여 원심분리 시킨 후 혈장의 SOD (superoxide dismutase), CAT (catalase) 및 삼투질농도를 분석하였다. SOD와 CAT는 어류 ELISA kit (Cusabio Biotech, China)를 사용하였고, Versamax SoftMax pro 6 (Morecular Devices, USA)를 이용하여 파장 450 nm에서 흡광도를 측정하였다. 삼투질농도는 삼투압 측정기 Osmomat 3000 (Gonotec, Germany)을 이용하여 분석하였다.
산소소비율은 각 실험 수온에 노출시킨 후 2일째 산소소비측정장치(Orbis 3600 made by Switzerland)를 이용하여 실험 전후 용존산소의 차로서 구하였다. 말쥐치의 스트레스반응을 조사하기 위하여 각 실험수온에 노출시킨 후 4일째 살아있는 개체를대상으로 미부에서 1 mL 주사기를 이용해 혈액을 채취하여 원심분리 시킨 후 혈장의 SOD (superoxide dismutase), CAT (catalase) 및 삼투질농도를 분석하였다. SOD와 CAT는 어류 ELISA kit (Cusabio Biotech, China)를 사용하였고, Versamax SoftMax pro 6 (Morecular Devices, USA)를 이용하여 파장 450 nm에서 흡광도를 측정하였다.
산소소비율은 각 실험 수온에 노출시킨 후 2일째 산소소비측정장치(Orbis 3600 made by Switzerland)를 이용하여 실험 전후 용존산소의 차로서 구하였다. 말쥐치의 스트레스반응을 조사하기 위하여 각 실험수온에 노출시킨 후 4일째 살아있는 개체를대상으로 미부에서 1 mL 주사기를 이용해 혈액을 채취하여 원심분리 시킨 후 혈장의 SOD (superoxide dismutase), CAT (catalase) 및 삼투질농도를 분석하였다.
SOD와 CAT는 어류 ELISA kit (Cusabio Biotech, China)를 사용하였고, Versamax SoftMax pro 6 (Morecular Devices, USA)를 이용하여 파장 450 nm에서 흡광도를 측정하였다. 삼투질농도는 삼투압 측정기 Osmomat 3000 (Gonotec, Germany)을 이용하여 분석하였다. 실험결과에 사용된 유의성 검정은 SPSS 19.
수온 하강에 따른 말쥐치의 조직학적 변화를 관찰하기 위하여 각 실험수온에 노출시킨 후 4일째 살아있는 개체를 대상으로 간조직을 절취하여 Bouinʼs solution에 24시간 동안 고정하고, 24∼36시간 동안 흐르는 물에서 수세한 다음 70∼100% 에탄올을 이용하여 단계적으로 탈수하였다.
수온 하강에 의해 말쥐치를 폐사에 이르게 하는 스트레스반응을 알아보기 위하여 산소소비율, 혈액내 SOD, CAT, 삼투질농도 및 총 코티졸 농도 변화를 분석하고 간의 조직학적 변화를 관찰하였다.
순치기간 동안 수온은 10±1°C, 염분은 33.6±0.5 psu, 용존산소농도는 9.7±0.5 mg/L를 유지하였으며, 먹이는 수협사료(침강골드 3호)를 1일 2회 공급하였다.
3 g이었다. 실험방법은 실험수온별 450 L 수조에 실험 개체 30마리씩 수용하였으며, 유수식으로 4일 동안 수행하였다. 실험수온은 냉각기(대일 DA-1000B)와 온도조절기(대일온도조절기 DOV-882F)를 이용하여 조정하였다.
실험수온을 조정하기 위하여 대조구인 수온 10±0.5°C에 실험생물을 투입 후 매일 0.5°C를 낮추면서 각각의 실험수온인 8±0.5°C, 6±0.5°C, 5±0.5°C로 조정하였다.
이후 paraplast (McCormick, USA)을 이용하여 포매하고, microtome (RM2235, Leica, Germany)을 이용하여 두께 4∼6 μm의 횡단면과 종단면의 연속절편을 제작하였다. 이들 조직 절편들은 구조와 세포형태를 관찰하기 위해 Mayerʼs hematoxylin-eosin (H-E) 비교염색을 실시하여 광학현미경(BX50, Olympus, Japan)으로 관찰하였다.
이후 paraplast (McCormick, USA)을 이용하여 포매하고, microtome (RM2235, Leica, Germany)을 이용하여 두께 4∼6 μm의 횡단면과 종단면의 연속절편을 제작하였다.
대상 데이터
실험에 사용된 말쥐치 Thamnaconus modestus는 경남 통영시 산양읍 소재 해상가두리 양식장에서 2018년 11월에 500마리를 구입하여 실험실로 옮긴 후 1톤 수조에서 실내사육하면서 한 달 동안 순치시켜 실험에 사용하였다. 순치시킨 후 실험에 사용한 총 개체는 350마리였다. 순치기간 동안 수온은 10±1°C, 염분은 33.
실험방법은 실험수온별 450 L 수조에 실험 개체 30마리씩 수용하였으며, 유수식으로 4일 동안 수행하였다. 실험수온은 냉각기(대일 DA-1000B)와 온도조절기(대일온도조절기 DOV-882F)를 이용하여 조정하였다. 생존율은 오전 9시와 오후 9시에 12시간 간격으로 점검하면서 사망개체를 선별하여 생존율로 환산하여 구하였으며, 반수치사 수온은(50% lethal temperature)는 probit법에 의해 분석(Finney, 1971)하였다.
실험에 사용된 개체의 크기는 평균 전장 16.9±1.1 cm, 평균 전중량 59.1±7.3 g이었다.
실험에 사용된 말쥐치 Thamnaconus modestus는 경남 통영시 산양읍 소재 해상가두리 양식장에서 2018년 11월에 500마리를 구입하여 실험실로 옮긴 후 1톤 수조에서 실내사육하면서 한 달 동안 순치시켜 실험에 사용하였다. 순치시킨 후 실험에 사용한 총 개체는 350마리였다.
데이터처리
사망개체는 실험어류가 뒤집혀서 아가미 뚜껑의 운동이 정지되었을 때 사망으로 판정하였다. 모든 실험은 동시에 3회 반복하여 평균값을 이용하였다.
삼투질농도는 삼투압 측정기 Osmomat 3000 (Gonotec, Germany)을 이용하여 분석하였다. 실험결과에 사용된 유의성 검정은 SPSS 19.0을 이용하여 oneway ANOVA로 통계처리 후 Duncanʼs multiple range test로 사후 검증하였다.
이론/모형
실험수온은 냉각기(대일 DA-1000B)와 온도조절기(대일온도조절기 DOV-882F)를 이용하여 조정하였다. 생존율은 오전 9시와 오후 9시에 12시간 간격으로 점검하면서 사망개체를 선별하여 생존율로 환산하여 구하였으며, 반수치사 수온은(50% lethal temperature)는 probit법에 의해 분석(Finney, 1971)하였다. 사망개체는 실험어류가 뒤집혀서 아가미 뚜껑의 운동이 정지되었을 때 사망으로 판정하였다.
성능/효과
4) 수온 6°C 노출구에서 대조구에 비해 다소 높았으나 대조구와 실험수온 간 유의한 차이는 나타나지 않았다(p>0.05).
5) 대조구에 비해 수온 하강에 따라 증가하였으며 수온 간 유의한 차이를 나타내었다(p<0.05).
따라서 본 연구의 결과를 종합해보면 말쥐치는 온대성 어류로 효율적인 양성관리를 위해 겨울 수온 6.7∼7.3°C 이상에서 사육관리가 필요하다.
, 2018) 등에서는 이온불균형과 행동장애 등이 보고되었다. 또한 본 연구에서 말쥐치의 혈액내 코티졸 농도는 수온 하강에 따라 유의하게 증가하였으며, 간세포는 공포화되고 혈구가 감소하고 췌장조직을 이루는 세포의 위축과 효소원과립들이 감소하여 간의 손상이 수온 하강에 따라 더욱 뚜렷이 나타났다. 저수온 노출에 따른 혈액내 코티졸에 대한 반응은 Brycon amazonicus를 18°C에서 8°C에 급성 노출시켰을 때 코티졸 양이 증가(Inoue et al.
말쥐치의 산소소비율은 수온 하강에 따라 감소하여 대조구(10°C)에 비해 26∼36% 감소하였으며, 반수치사수온 6.97°C 이하에서는 33∼36% 감소를 보였다.
수온 10°C에 순치시킨 말쥐치의 산소소비율은 수온 8°C에서 5°C까지 점차 수온이 하강함에 따라 감소하는 경향을 보였으며 이 값은 수온 10°C와 8°C 이하의 수온 간에 유의한 차이를 나타내었으나(p<0.05), 8∼5°C의 수온 간에 산소소비율의 유의한 차이는 나타내지 않았다(p>0.05).
췌장조직의 외분비선 세포는 역삼각형의 모양으로 H-E염색에서 세포질은 전체적으로 강한 호염기성을 나타내었으나, 상단부에는 호산성의 효소원과립이 존재하고 있었다. 저수온에 노출된 말쥐치의 간은 모든 실험구에 혈관 내 혈구의 감소, 간세포의 공포화와 간세포핵의 응축, 췌장외분비 선세포의 위축 및 효소원 과립들이 감소된 조직상을 보였다. 이러한 간의 조직상은 수온이 낮을수록 더욱 뚜렷한 반응을 나타내었다.
활성산소 소거효소인 SOD활성도는 대조구 10°C에 비해 8°C와 6°C에서 증가하는 경향을 나타내었으며, 대조구인 10°C에 비해 수온 6°C에서 유의하게 상승하였다 (p<0.05).
질의응답
핵심어
질문
논문에서 추출한 답변
수온이 양식어류에게 미치는 영향은 무엇인가?
수온은 양식어류의 생존에 영향을 미치는 가장 주요한 환경 요인이며, 겨울철 급작스런 수온 하강은 양식어류의 질병과 집단폐사 발생의 요인이 되기도 한다. 본 연구는 겨울철 수온 하강으로 인해 빈번하게 폐사가 발생하고 있는 말쥐치의 양식관리를 위한 기초자료로 활용하기 위해 말쥐치의 하한수온내 성범위, 산소소비율, 혈액학적 및 조직학적 반응을 조사하였다.
수온 하강에 따른 말쥐치의 생존에 대한 결과는?
1과 Table 1에 나타내었다. 수온 5°C와 6°C에 노출시킨 경우 수온 5°C에서는 노출 3일째, 수온 6°C에서는 노출 4일째 모두 폐사하였으며, 수온 8°C에서는 실험기간 동안 폐사 개체는 관찰되지 않았다. 각 실험수온에 노출시킨 기간 동안 말쥐치의 저수온에 대한 반수치사 수온은(LT50) 6.
어류에게 적정한 수온이란?
, 2010). 어류에게 적정한 수온은 종특이적 반응이며, 이는 연령, 무게, 먹이섭취능력, 계절, 수질, 광도 및 서식밀도에 따라 변화할 수 있다(Wedemeyer et al., 1999; González et al.
참고문헌 (39)
Baik, C.I. and J.H. Park. 1989. Fluctuation of fishing conditions of file fish Navidon modestus (Gunther) in relation to oceanographic characteristics in Korean eaters. NIFS, 43: 91-104. (in Korean)
Barton, B.A. 2002. Stress in fishes: a diversity of responses with particular reference to changes in circulating corticosteroids. Integr. Comp. Biol., 42: 517-525.
Bellgraph, B.J., G.A. McMichael, R.P. Mueller and J.L. Monroe. 2010. Behavioural response of juvenile Chinook salmone Oncorhynchus tshawytscha during sudden temperature increase and implications for survivor. J. Therm. Biol., 35: 6-10.
Beitinger, T.L. and W.A. Bennet. 2000. Quantification of the role of acclimation temperature in temperature tolerance of fishes. Environ. Biol. Fishes, 58: 277-288.
Bicego, K.C., R.C.H. Barros and L.G.S. Branco. 2007. Physiology of temperature regulation: comparative aspects. Comp. Biochem. Physiol., 147A: 616-639.
Chandra, J., A. Samali and S. Orrenius. 2000. Triggering and modulation of apoptosis by oxidative stress. Free Radic. Biol. Med., 3: 323-333.
Chen, W., L. Sun, C. Tsai, Y. Song and C. Chang. 2002. Cold stress induced the modulation of catecholamines, cotrisol, imunoglobulin M. and leukocyte phagocytosis in tilapia. Gen. Comp. Endocrinol., 126: 90-100.
Choi, S.H. and C.S. Park. 1982. Maturity and spawning of file fish Navidon modestus (Gunther) in the southern waters of Korea. NIFS, 30: 73-80. (in Korean)
Contessi, B., D. Volpatti, L. Gusmani and M. Galeotti. 2006. Evaluation of immunological parameters in farmed gilthead sea bream, Sparus aurata L., before and during out breaks of "winter syndrome". J. Fish Dis., 29: 683-690.
Dalvi, R.S., A.K. Pal, L.R. Tiwari, T. Das and K. Baruah. 2009. Thermal tolerance and oxygen consumption rates of the catfish Horabagrus brachysoma (Gunther) acclimated to different temperatures. Aquaculture, 295: 116-119.
Debnath, D., A.K. Pal, N.P. Sahy, K. Baruah, S. Yengkokpam, T. Das and S. Manush. 2006. Thermal tolerance and metabolic activity of yellowtai catfish Pangasius pangasius (Hamilton) advances fingerlings with emphasis on their culture potential. Aquaculture, 258: 606-610.
Dejours, P. 1981. Factors of energy expenditure. Principles of Comparative respiratory physiology. Elsevier/North-Holland Biomedical Press, Amsterdam, The Netherlands, pp. 1-13.
Donaldson, M.R., S.J. Cooke, D.A. Patterson and J.S. MacDonald. 2008. Cold shock and fish. J. Fish Biol., 73: 1491-1530.
Fuiman, L.A. and R.S. Batty. 1997. What a drag is getting cold: Partitioning the physical and physiological effects of temperature on fish swimming. J. Exp. Biol., 200: 1745-1755.
Gallardo, M.A., M. Sala-Rabanal, A. Ibaez, F. Padros, J. Blasco, J. Fernandz-Borras and J. Sanchez. 2003. Functional alternations associated with “winter syndrome” in gilthead sea bream (Sparus aurata). Aquaculture, 223: 15-27.
Gonzalez, R.A., D. Fernando, L. Alexei, D.R. Ana, L.N. Sanchez and G.E. Zaul. 2010. Thermal preference, tolerance and oxygen consumption of adult white shrimp Litopenaeus vannamei (Boone) exposed to different acclimation temperatures. J. Therm. Biol., 35: 218-224.
Gwak, W.S. and S.G. Lee. 2009. Developmental changes in digestive organ and digestive enzyme activity of file fish Thamnaconus modestus. Korean J. Ichthyol., 21: 149-157. (in Korean)
Hazel, J.R. and C.L. Prosser. 1974. Molecular mechanisms of temperature compensation on poikilotherms. Ohysiol. Rev., 54: 620-677.
Inoue, L.A., G. Moraes, G.K. Iwana and L.O.B. Afonso. 2008. Physiological stress responses in the warm-water fish matrinxa (Brycon amazonicus) subjected to a sudden cold shock. Acta Amazon, 38: 603-610.
Lee, S.J., H.D. Ku, B.C. Lee and J.M. Lee. 2000. Technical development on seed production of file fish, National Fisheries Research and Development Institute, 1999. Technical report of east sea regional fisheries research institute, pp. 292-294. (in Korean)
Mazeaud, M.M., F. Mazeaud and E.M. Donaldson. 1977. Primary and secondary effects of stress in fish: some new data with a general review. Trans. Am. Fish. Soc., 106: 201-212.
Meng, X., P. Liu, J. Li, B. Gao and P. Chen. 2014. Physiological responses of swimming crab Portunus tributerculatus under cold acclimation: Antioxidant defense and heat shock proteins. Aquaculture, 434: 11-17.
MERI. 2000. Report of marine ecology research institute. 2: A-17, A-23.
Nam, K.M., J.T. Yoo, J.W. Kim, J.H. Park and G.W. Baeck. 2018. Maturation and spawning of female black scraper, Thamnaconus modestus in the coastal waters off middle east sea, Korea. J. Korean Soc. Fish Ocean Techanol., 54: 89-95.
Park, B.H. 1985. Studies on the fishery biology of file fish, Navidon modestus (Gunther) in the Korean waters. NIFS, 34: 1-64. (in Korean)
Prosser, C.L. and J.E. Heath. 1991. Temperature. In: Prosser, C.L. (ed.), Environmental and Metabolic Animal Physiology. Wiley-Liss, New York, pp. 109-165.
Qi, Z., Y. Liu, S. Luo, C. Chen, Y. Liu and W. Wang. 2013. Molecular cloning, characterization and expression analysis of tumor suppressor protein p53 from orange-spotted grouper, Epinephelus coioides in response to temperature stress. Fish Shellfish Immun., 35: 1466-1476.
Qiang, J., H. Yang, H. Wang, M.D. Kpundeh and P. Xu. 2012. Growth and IGF-I response of juvenile Nile tilapia (Oreochromis niloticus) to changes in water temperature and dietary protein level. J. Therm. Biol., 37: 686-695.
Salvato, B., V. Cuomo, R. Di Muro and M. Beltramini. 2001. Effects of environmental parameters on the oxygen consumption of four marine invertebrates: a comparative factorial study. Mar. Biol., 138: 659-668.
Sharama, J., S.P. Singh and R. Chakrabarti. 2017. Effect of temperature on digestive physiology, immune-modulatory parameters and expression level of Hsp and LDH genes in Catla catla (Hamilton, 1822). Aquaculture, 479: 134-141.
Shin, Y.K., Y.D. Kim and W.J. Kim. 2018. Survival and physiological responses of red sea bream Pagrus major with decreasing sea water temperature. Korean J. Ichthyol., 30: 131-136. (in Korean).
Smith, M.A. and W.A. Hubert. 2003. Simulated thermal tempering versus sudden temperature change and short-term survival of fingerling rainbow trout. N. Am. J. Aquacul., 65: 67-69.
Song, H., Xu. Dongdong, L. Tian, R. Chen, L. Wang, P. Tan and Q. You. 2019. Overwinter mortality in yellow drum (Nibea albiflora): Insights from growth and immune responses to cold and starvation stress. Fish and Shellfish Immunol., 92: 341-347.
Stanley, J.G. and P.J. Colby. 1971. Effects of temperature on electrolyte balance and osmoregulation in the alewife (Alosa pseudoharengus) in fresh and sea water. Trans. Am. Fish Soc., 100: 624-638.
Wedemeyer, G.R., F.P. Meyer and L. Smith. 1999. Environmental Stress and Fish diseases. Narendra Publishing House, Delhi, India, 107pp.
Zarejabad, A.M., M. Sudagar, S. Pouralimotlagh and K.D. Bastami. 2010. Effects of rearing temperature on hematological and biochemical parameters of great sturgeon (Huso huso Linnaeus, 1758) juvenile. Comp. Clin. Pathol., 19: 367-371.
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