지충이 물 추출물을 알긴산분해능을 가진 V. crassostreae PKA 1002 유래 조효소액을 이용하여 가수분해시킨 후 pH, 색도 및 항산화 활성의 변화를 살펴보았다. 지충이 물 추출물과 조효소액을 30℃에서 0, 3, 6, 12 및 24시간 반응시켜 환원당 생성능과 점도의 변화를 살펴본 결과, 환원당 생성능은 반응 6시간에서 357.82 μg/ml로 가장 높아졌으며, 점도는 0시간에서 1.57 cp에서 반응 6시간에서 1.22 cP로 가장 낮아져 6시간에서 최적분해 조건임을 확인하였다. 최적 조건에서 pH 및 색도는 지충이 물 추출물과 효소분해물이 각각 6.11과 6.15로 유의적인 차이를 보이지 않았으며, 색도는 효소분해물이 물 추출물보다 명도는 감소하고 적색도 및 황색도는 모두 증가하는 것을 확인하였다. TPC 함량은 지충이물 추출물과 효소분해물이 2.54 및 2.55 mg/g으로 유의적인 차이를 보이지 않았다. DPPH 라디칼 소거능 측정 결과, 지충이 효소분해물이 0.05−5 mg/ml 농도에서 물 추출물보다 낮은 DPPH 라디칼 소거능을 보였다. 반면, chelating effect 측정 결과, 0.05−5 mg/ml 농도에서 효소분해물의 활성이 물 추출물보다 유의적으로 높아짐을 확인하였다. Reducing power 측정 결과, 0.005−1 mg/ml 농도에서 지충이 물 추출물과 효소분해물간 유의적인 차이를 보이지 않았다. 따라서 지충이 효소분해물은 지충이 물 추출물보다 금속봉쇄력의 활성이 증진됨을 확인하여, 주로 DPPH 라디칼 소거능에서 항산화 활성을 나타낸 지충이 물 추출물과 달리 금속봉쇄력작용에 의해 항산화 활성을 나타냄을 확인하였다.
지충이 물 추출물을 알긴산 분해능을 가진 V. crassostreae PKA 1002 유래 조효소액을 이용하여 가수분해시킨 후 pH, 색도 및 항산화 활성의 변화를 살펴보았다. 지충이 물 추출물과 조효소액을 30℃에서 0, 3, 6, 12 및 24시간 반응시켜 환원당 생성능과 점도의 변화를 살펴본 결과, 환원당 생성능은 반응 6시간에서 357.82 μg/ml로 가장 높아졌으며, 점도는 0시간에서 1.57 cp에서 반응 6시간에서 1.22 cP로 가장 낮아져 6시간에서 최적분해 조건임을 확인하였다. 최적 조건에서 pH 및 색도는 지충이 물 추출물과 효소분해물이 각각 6.11과 6.15로 유의적인 차이를 보이지 않았으며, 색도는 효소분해물이 물 추출물보다 명도는 감소하고 적색도 및 황색도는 모두 증가하는 것을 확인하였다. TPC 함량은 지충이물 추출물과 효소분해물이 2.54 및 2.55 mg/g으로 유의적인 차이를 보이지 않았다. DPPH 라디칼 소거능 측정 결과, 지충이 효소분해물이 0.05−5 mg/ml 농도에서 물 추출물보다 낮은 DPPH 라디칼 소거능을 보였다. 반면, chelating effect 측정 결과, 0.05−5 mg/ml 농도에서 효소분해물의 활성이 물 추출물보다 유의적으로 높아짐을 확인하였다. Reducing power 측정 결과, 0.005−1 mg/ml 농도에서 지충이 물 추출물과 효소분해물간 유의적인 차이를 보이지 않았다. 따라서 지충이 효소분해물은 지충이 물 추출물보다 금속봉쇄력의 활성이 증진됨을 확인하여, 주로 DPPH 라디칼 소거능에서 항산화 활성을 나타낸 지충이 물 추출물과 달리 금속봉쇄력작용에 의해 항산화 활성을 나타냄을 확인하였다.
An alginate degrading enzyme from the Vibrio crassostreae PKA 1002 strain was used to hydrolyze the water extract of Sargassum thunbergii. To obtain the optimum degrading conditions for the S. thunbergii water extract, the mixture of the water extract and enzyme was incubated at 30℃ for 0, 3,...
An alginate degrading enzyme from the Vibrio crassostreae PKA 1002 strain was used to hydrolyze the water extract of Sargassum thunbergii. To obtain the optimum degrading conditions for the S. thunbergii water extract, the mixture of the water extract and enzyme was incubated at 30℃ for 0, 3, 6, 12, and 24 h, and its alginate degrading ability was measured by reducing sugar and viscosity. A temperature of 30℃ for a period of 6 h was found to be the optimal condition for the enhancement of the alginate’s degrading ability. The pH of the enzymatic hydrolysate was not significantly different from that of the water extract. Overall lightness decreased, but redness and yellowness increased after enzymatic hydrolysis. Total phenolic compounds did not differ between the water extract and the enzymatic hydrolysate. DPPH radical scavenging activity and the reducing power of the enzymatic hydrolysate were lower than those of the water extract. However, the chelating effect of the enzymatic hydrolysate (80.08% at 5 mg/ml) was higher than that of the water extract (62.29%). These results indicate that the enzymatic hydrolysate possesses an anti-oxidant activity by way of the action of the chelating effect.
An alginate degrading enzyme from the Vibrio crassostreae PKA 1002 strain was used to hydrolyze the water extract of Sargassum thunbergii. To obtain the optimum degrading conditions for the S. thunbergii water extract, the mixture of the water extract and enzyme was incubated at 30℃ for 0, 3, 6, 12, and 24 h, and its alginate degrading ability was measured by reducing sugar and viscosity. A temperature of 30℃ for a period of 6 h was found to be the optimal condition for the enhancement of the alginate’s degrading ability. The pH of the enzymatic hydrolysate was not significantly different from that of the water extract. Overall lightness decreased, but redness and yellowness increased after enzymatic hydrolysis. Total phenolic compounds did not differ between the water extract and the enzymatic hydrolysate. DPPH radical scavenging activity and the reducing power of the enzymatic hydrolysate were lower than those of the water extract. However, the chelating effect of the enzymatic hydrolysate (80.08% at 5 mg/ml) was higher than that of the water extract (62.29%). These results indicate that the enzymatic hydrolysate possesses an anti-oxidant activity by way of the action of the chelating effect.
본 연구에서는 지충이 물 추출물에 사멸기에 접어들어 분해중인 해조류로부터 분리된 Vibrio crassostreae PKA 1002 균주로부터 생산되는 알긴산 분해 조효소를 이용하여 지충이 물 추출물의 알긴산을 저분자화시켰을 때 항산화 활성 증진에 대해 알아보고 이의 산업적 이용가능성에 대하여 연구하였다.
제안 방법
조효소액의 제조는 2% NaCl이 첨가된 marine broth (MB, BD Difco, Detroit, MI, USA) 배지를 pH 9로 조정한 후 V. crassostreae PKA 1002 균주[38]를 접종하고 30℃, 24시간 배양한 후, 원심분리기(SUPRA 22K, Hanil Science Co.)로 4℃, 10,000 rpm으로 30분 동안 원심분리하여 얻은 상층액을 조효소액으로 하였다.
제조한 지충이 물 추출물을 V. crassostreae PKA 1002 조효소액과 1:1 비율(v/v)로 혼합하여 30℃에서 0, 3, 6, 12 및 24 시간 동안 반응시킨 후 환원당과 점도를 측정하여 최적 분해 조건을 확인하였으며, 이 때 사용한 조효소액의 활성은 304 U/ml이었다.
총 폴리페놀 화합물의 함량은 Folin-Denis 법[39]을 변형하여 측정하였다. 초순수 6.
대상 데이터
본 실험에 사용한 지충이는 부산 기장에서 채취한 것을 담수로 수세한 후 동결건조하여 분쇄한 시료를 -20℃에서 보관하면서 실험에 사용하였다.
이론/모형
금속 봉쇄력은 Shimada 등[35]의 방법을 따라 측정하였다. 시료 0.
환원당은 Somogyi-Nelson 법[32]으로 520 nm에서 표준당(glucose)으로 작성한 검량곡선으로부터 환원당 함량을 측정하였으며, 점도 측정은 점도계(LVLTDV-II, Brookfield Co., Middleboro, MA, USA)를 이용하여 Stevens와 Levin[36]의 방법을 참고하여 25℃, 6 rpm, 40 cP spindle을 이용하여 측정하였다.
성능/효과
지충이 물 추출물과 V. crassostreae PKA 1002 조효소액을 혼합하여 0, 3, 6, 12 및 24시간 반응시킨 후 시료의 환원당 생성능 및 점도의 변화를 살펴본 결과(Table 1), 환원당의 변화는 지충이 물 추출물과 조효소액 반응 6시간에서 357.82 μg/ml으로 가장 높은 환원당 함량을 나타내었다. 점도의 변화는 초기 0시간에서 1.
48% 효과를 나타내었다. 금속이온 chelating 효과는 0.05−5 mg/ml 농도까지는 지충이 물 추출물보다 효소분해물이 유의적으로 높은 chelating효과를 보였으며, 0.005 mg/ml 농도에서는 두 처리구간 유의적인 차이를 보이지 않았다. 따라서 물 추출물에 조효소액을 처리하여 저분자화를 유도하였을 때, 지충이 물 추출물보다 효소분해물의 chelating 효과가 우수함을 확인할 수 있었다.
005 mg/ml 농도에서는 두 처리구간 유의적인 차이를 보이지 않았다. 따라서 물 추출물에 조효소액을 처리하여 저분자화를 유도하였을 때, 지충이 물 추출물보다 효소분해물의 chelating 효과가 우수함을 확인할 수 있었다.
반응 12 및 24시간에서는 6시간과 유의적인 차이를 보이지 않았다. 따라서 조효소액과 혼합한 물 추출물을 30℃에서 6시간 반응 시 환원당의 생성량이 가장 높았으며 점도의 감소가 가장 낮음을 확인하여 최적의 알긴산 분해조건임을 확인하였다. 이 후 생리활성 실험은 30℃, 6시간 분해한 지충이 효소분해물을 이용하여 진행하였다.
88%의 chelating 효과를 보였다고 하였다. 또한, Lee 등[26]의 미세조류인 Amphora coffeaeformis의 ferrous chelating 효과가 2 mg/ml 농도에서 75.60%를 보였으며 이는 매우 높은 ferrous chelating 효과라고 보고하고 있어, 본 실험의 효소분해물이 1 mg/ml 농도에서 57.80% 효과를 보여 지충이 효소분해물의 chelating 효과가 뛰어남을 확인하였다. 해조류의 항산화 활성은 phenolic 화합물 이외에 저분자 polysaccharides, 색소, 단백질과 펩타이드 등의 영향으로 효과를 보인다고 알려져 있는데[2, 31, 41], 본 실험의 효소분해산물의 다당류가 저분자화되면서 생성된 저분자 polysaccharide 물질 및 조효소액내의 단백질 등에 의하여 지충이 효소분해물의 chelating 효과가 우수하게 나타난 것으로 사료된다.
15으로 약산성이며 두 시료간 유의적인 차이는 보이지 않았다. 색도는 물 추출물 및 효소분해물의 명도가 43.83 및 38.52, 적색도가 8.45 및 10.65, 황색도가 50.52 및 62.42로 측정되었다. 조효소액과 반응시킴으로써 명도가 감소하고 적색도 및 황색도가 증가하는 것으로 나타났다.
조효소액과 반응시킴으로써 명도가 감소하고 적색도 및 황색도가 증가하는 것으로 나타났다. 이상으로 조효소액 반응에 의해 pH는 크게 변화하지 않았으며, 색도는 조효소액 첨가에 의해 명도는 감소하고 적색도와 황색도는 증가한 것으로 보인다.
42로 측정되었다. 조효소액과 반응시킴으로써 명도가 감소하고 적색도 및 황색도가 증가하는 것으로 나타났다. 이상으로 조효소액 반응에 의해 pH는 크게 변화하지 않았으며, 색도는 조효소액 첨가에 의해 명도는 감소하고 적색도와 황색도는 증가한 것으로 보인다.
지충이 물 추출물 및 효소분해물의 DPPH radical 소거능을 측정한 결과(Table 4), DPPH radical 소거능은 5, 1, 0.5, 0.1, 0.05, 0.005 mg/ml 농도에서 물 추출물이 94.21, 90.13, 64.92, 23.33, 13.33, 3.03%를 보였으며, 효소분해물이 88.06, 72.03, 47.62, 28.98, 10.34, 2.03% 효과를 보여 효소분해물이 물 추출물보다 낮은 DPPH 라디칼 소거능을 가지는 것을 확인하였다.
지충이 물 추출물 및 효소분해물의 pH 및 색도를 측정한 결과(Table 2), 지충이 물 추출물 및 효소분해물의 pH는 각각 6.11 및 6.15으로 약산성이며 두 시료간 유의적인 차이는 보이지 않았다. 색도는 물 추출물 및 효소분해물의 명도가 43.
지충이 물 추출물 및 효소분해물의 금속이온 chelating 효과를 측정한 결과(Table 5), 5, 1, 0.5, 0.1, 0.05, 0.005 mg/ml 농도에서 물 추출물이 62.29, 24.36, 14.69, 4.09, 2.44, 0.60%를 보였으며, 효소분해물이 80.08, 57.80, 36.61, 10.95, 6.35, 0.48% 효과를 나타내었다. 금속이온 chelating 효과는 0.
페놀화합물은 구조식에 hydroxyl기를 가지고 free radical들과 쉽게 수소교환 반응을 일으켜 공명 안정화될 수 있는 구조를 가지고 있어 많은 페놀화합물들이 항산화 활성을 가지는 것으로 보고되고 있다[17]. 지충이 물 추출물 및 효소분해물의 총 폴리페놀 화합물(TPC)의 양을 측정한 결과(Table 3), 지충이 물 추출물의 경우 2.54 mg/g, 효소분해물의 경우 2.55 mg/g으로 유의적인 함량의 차이는 보이지 않았다. Lee 등[27]의 감태 줄기 및 잎의 효소적 추출물의 TPC 함량은 탄수화물 분해효소 5종에서 줄기와 잎이 각각 1,418−1,514 및 1,734−2,029 mg/100 g으로 보고하였고, Lee 등[25]의 연구에서 청각의 효소가수분해에 따른 TPC 함량을 측정한 결과 탄수화물 분해효소 7종류를 사용한 경우, 1.
Reducing power는 Fe3+ 이온을 Fe2+ 이온으로 환원시키는 원리를 이용하여 전자의 공여 능력을 측정하는 것으로, 금속 이온의 환원력을 측정한 흡광도 수치는 그 자체가 시료의 환원력을 나타내므로 높은 흡광도 수치를 보일수록 높은 환원력을 나타낸다고 할 수 있다[5]. 지충이 물 추출물 및 효소분해물의 환원력을 측정한 결과(Table 6), 5, 1, 0.5, 0.1, 0.05, 0.005 mg/ml 농도에서 물 추출물이 0.510, 0.146, 0.085, 0.033, 0.026, 0.022를 보였고, 효소분해물이 0.433, 0.129, 0.067, 0.034, 0.024, 0.024의 효과를 보임을 확인하였다. 환원력은 5 mg/ml 농도에서는 두 처리구 중 물 추출물 처리구에서 유의적으로 높은 환원력을 보였고, 0.
80% 효과를 보여 지충이 효소분해물의 chelating 효과가 뛰어남을 확인하였다. 해조류의 항산화 활성은 phenolic 화합물 이외에 저분자 polysaccharides, 색소, 단백질과 펩타이드 등의 영향으로 효과를 보인다고 알려져 있는데[2, 31, 41], 본 실험의 효소분해산물의 다당류가 저분자화되면서 생성된 저분자 polysaccharide 물질 및 조효소액내의 단백질 등에 의하여 지충이 효소분해물의 chelating 효과가 우수하게 나타난 것으로 사료된다.
참고문헌 (42)
Blois MS. 1958. Antioxidant determinations by the use of a stable free radical. Nature 181: 1990-2100.
Burtin P. 2003. Nutritional Value of seaweeds. Electron. J. Environ. Agric. Food Chem. 2: 498-503.
Cho EK, Kang SH, Choi YJ. 2013. Biological analysis of enzymatic extracts from Sargassum fulvellum using polysaccharide degrading enzyme. Korean Soc. Biotechnol. Bioeng. J. 28: 349-355.
Cho M, Kim BY, Rhim JH. 2003. Degradation of alginate solution by using γ-irradiation and organic acid. Korean J. Food Sci. Technol. 35: 67-71.
Choi SY, Kim SY, Hur JM, Choi HG, Sung NJ. 2006. Antioxidant activity of solvent extract from Sargassum thunbergii. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 35: 139-144.
Fenical W. 1983. Marine plants: a unique and unexplored resource. In Plants: The potentials for extracting protein, medicines, and other useful chemicals (workshop proceedings). pp147-153. DIANE publisher, Washington DC, USA.
Fridovich I. 1995. Superoxide radical and superoxide dismutases. Annu. Rev. Biochem. 64: 97-112.
Gulcin I, Berashvili D, Gepdiremen A. 2005. Antiradical and antioxidant activity of total anthocyanins from Perilla pankinensis decne. J. Ethnopharmacol. 101: 287-293.
Kim DH, Kim KBWR, Kim MJ, Sunwoo C, Jung SA, Kim HJ, et al. 2012. Effect of heat, pH, and gamma irradiation treatments on lipase inhibitory activity of Sargassum thunbergii ethanol extract. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 41: 566-570.
Kim EY, Baik IH, Kim JH, Kim SR, Rhyu MR. 2004. Screening of the antioxidant activity of some medicinal plants. Korean J. Food Sci. Technol. 36: 333-338.
Kim JG, Kang YM, Eum GS, Ko YM, Kim TY. 2003. Antioxidative activity and antimicrobial activity of extracts from medicinal plants (Akenia quinate Decaisn, Scirusfluviatilis A. Gray, Gardenia Jasminoides for. grandiflora Makino). J. Agric. Life Sci. 37: 69-75.
Kim KH, Cheong JJ. 1984. Optimum conditions for extracting alginic acid from and amino acid composition of its extraction residue. Korean J. Food Sci. Technol. 16: 336-340.
Kim MR, Kim JH, Wi DS, Na JH, Sok DE. 1999. Volatile sulfur compounds, proximate components, minerals, vitamin C content and sensory characteristics of the juices of kale and broccoli leaves. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 28: 1201-1207.
Kim MS, Kwon KJ, Lee MJ, Ahn SM, Sohn HY. 2012. Evaluation of the antimicrobial activities of 35 seaweed extracts against pathogenic bacteria and Candida sp. Korean J. Microbiol. Biotechnol. 40: 144-151.
Kim OJ, Lee DG, Lee SM, Lee SJ, Do HJ, Park HJ, et al. 2010. Isolation and characteristics of alginate-degrading Methylobacterium sp. HJM27. Korean J. Microbiol. Biotechnol. 38: 144-150.
Kim YS, Choi HG. 2004. Epiphytic algae growing on Sargassum thunbergii in southern and western coast of Korea. J. Ecol. Environ. 27: 173-177.
Kim YS, Nam HG, Shin HJ, Na MS, Kim MH, Lee CW, et al. 2011. Effect of hot water extract of Undaria pinnatifida on the activities of antioxidant and nitrite scavenging. Korean Soc. Biotechnol. Bioeng. J. 26: 151-156.
Ko SC, Kang SM, Ahn G, Yang HP, Kim KN, Jeon YJ. 2010. Antioxidant activity of enzymatic extracts from Sargassum coreanum. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 39: 494-499.
Lee CJ, Song EJ, Kim KBWR, Jung JY, Kwak JH, Choi MK, et al. 2011. Effect of gamma irradiation on immune activity and physicochemical properties of Myagropsis myagroides water extract. Korean J. Fish. Aquat. Sci. 44: 50-57.
Lee HB, Choi BW, Chun JH, Yu BS. 1996. Extraction of water soluble antioxidants from seaweeds. J. Korean Ind. Eng. Chem. 7: 1067-1077.
Lee KH, Senevirathne M, Ahn CB, Je JY. 2010. Biological compounds extracted from Codium fragile by enzymatic hydrolysis and their biological activities. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 39: 953-959.
Lee SH, Karawita R, Affan A, Lee JB, Lee KW, Lee BJ, et al. 2009. Potential of benthic diatoms Achnanthes longipes, Amphora coffeaeformis and Navicula sp. (Bacillariophyceae) as antioxidant sources. Algae 24: 47-55.
Lee SH, Kim KN, Cha SH, Ahn GN, Jeon YJ. 2006. Comparison of antioxidant activities of enzymatic and methanolic extracts from Ecklonia cava stem and leave. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 35: 1139-1145.
Lee SJ, Song EJ, Kim KBWR, Lee CJ, Jung JY, Kwak JH, et al. 2010. Inhibitory effects of Sargassum thunbergii ethanol extract against α-amylase. Korean J. Fish. Aquat. Sci. 43: 648-653.
Lee SY, Song EJ, Kim KBWR, Yoon SY, Kim SJ, Lee SJ, et al. 2009. Antimicrobial activity of ethanol extract from Sargassum thunbergii. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 38: 502-508.
Matsukawa R, Dubinsky Z, Kishimoto E, Masaki K, Masuda Y, Takeuchi T. 1997. A comparison of screening methods for antioxidant activity in seaweeds. J. Appl. Phycol. 9: 29-35.
Nardella A, Chaubet F, Boisson-Vidala C, Blondina C, Durandb P, Jozefonvicza J. 1996. Anticoagulant low molecular weight fucans produced by radical process and ion exchange chromatography of high molecular weight fucans extracted from the brown seaweed Ascophyllum nodosum. Carbohydr. Res. 289: 201-208.
Nelson N. 1994. A photometric adaptation of the Somogyi method for the determination of glucose. J. Biol. Chem. 153: 375-380.
Oyaizu M. 1986. Studies on products of browning reaction: Antioxidative activities of products of browning reaction prepared from glucosamine. Jpn. J. Nutr. 44: 307-315.
Sato M, Hosokawa T, Yamaguchi T, Nakano T, Muramoto K, Kahara T. 2002. Angiotensin I-converting enzyme inhibitory peptides derived from wakame (Undaria pinnatifida) and their antihypertensive effect in spontaneously hypersensitive rats. J. Agric. Food Chem. 50: 6245-6252.
Shimada K, Fujikawa K, Yahara K, Nakamura T. 1992. Antioxidative properties of xanthan on the autoxidation of soybean oil in cyclodextrin emulson. J. Agric. Food Chem. 40: 945-948.
Sunwoo C, Kim KBWR, Kim DH, Jung SA, Kim HJ, Jeong DH, et al. 2012. Optimization of conditions for the production of alginate degrading crude enzyme from Vibrio crassostreae PKA 1002. Korean J. Microbiol. Biotechnol. 40: 243-249.
Uo MH, Joo DS, Cho SY, Min TS. 2006. Purification and characterization of the extracellular alginase produced by Bacillus licheniformis AL-577. J. Korean Soc. Food Sci. Nutr. 53: 246-252.
Yan X, Chuda Y, Suzuki M, Nagata T. 1999. Fucoxanthin as the major antioxidant in Hijikia fusiformis, a common edible seaweed. Biosci. Biotechnol. Biochem. 63: 605-607.
Yoon SY, Lee SY, Kim KBWR, Song EJ, Lee SJ, Lee CJ, et al. 2010. Antimicrobial activity of the Sargassum fulvellum ethanol extract and the effect of temperature and pH on their activity. Korean J. Food Sci. Technol. 42: 155-159.
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.