만성 알코올 섭취는 산화적 스트레스 및 치매와 같은 신경퇴행성질환을 발병시킨다. 본 연구는 홍화씨 추출물의 in vitro 항산화 활성과 ethanol로 손상을 유도한 신경교세포에서의 보호 효과를 확인하기 위해 수행되었다. 홍화씨 추출물은 50, 100, 250, 500 ㎍/mL의 농도에서 농도 의존적으로 in vitro에서 1,1-diphenyl-2-prcrylhydrazy (DPPH), hydroxyl radical (·OH), superoxide radical 및 nitric oxide radical 소거능이 증가하였다. 특히 DPPH 및 ·OH radical 소거능 측정 결과, 각각 500 ㎍/mL, 100 ㎍/mL의 농도에서 80% 이상의 radical 소거능을 나타내었다. 홍화씨 추출물의 신경교세포 보호 효과를 확인하기 위해, C6 신경교세포에 500 mM ethanol을 처리하여 산화적 손상을 유도하였다. Ethanol을 처리한 C6 신경교세포는 세포 생존율의 감소 및 reactive oxygen species (ROS) 생성량이 증가하여 세포 손상을 나타내었다. 반면 홍화씨 추출물을 처리하였을 때 세포 생존율 증가 및 ROS 생성 억제를 통해 ethanol로 유도된 신경교세포 손상에 대한 보호 효과를 나타내었다. 본 연구를 통해, 홍화씨는 알코올로 유도된 신경교세포의 산화적 스트레스에 대한 보호 효과가 있는 것으로 사료된다.
만성 알코올 섭취는 산화적 스트레스 및 치매와 같은 신경퇴행성질환을 발병시킨다. 본 연구는 홍화씨 추출물의 in vitro 항산화 활성과 ethanol로 손상을 유도한 신경교세포에서의 보호 효과를 확인하기 위해 수행되었다. 홍화씨 추출물은 50, 100, 250, 500 ㎍/mL의 농도에서 농도 의존적으로 in vitro에서 1,1-diphenyl-2-prcrylhydrazy (DPPH), hydroxyl radical (·OH), superoxide radical 및 nitric oxide radical 소거능이 증가하였다. 특히 DPPH 및 ·OH radical 소거능 측정 결과, 각각 500 ㎍/mL, 100 ㎍/mL의 농도에서 80% 이상의 radical 소거능을 나타내었다. 홍화씨 추출물의 신경교세포 보호 효과를 확인하기 위해, C6 신경교세포에 500 mM ethanol을 처리하여 산화적 손상을 유도하였다. Ethanol을 처리한 C6 신경교세포는 세포 생존율의 감소 및 reactive oxygen species (ROS) 생성량이 증가하여 세포 손상을 나타내었다. 반면 홍화씨 추출물을 처리하였을 때 세포 생존율 증가 및 ROS 생성 억제를 통해 ethanol로 유도된 신경교세포 손상에 대한 보호 효과를 나타내었다. 본 연구를 통해, 홍화씨는 알코올로 유도된 신경교세포의 산화적 스트레스에 대한 보호 효과가 있는 것으로 사료된다.
Chronic alcohol is responsible for oxidative stress and neurodegenerative diseases such as dementia. In the present study, we investigated the antioxidant activity and protective effects of seed of Carthamus tinctorius L. on ethanol-induced C6 glial cells. Antioxidant effect of seed of C. tinctorius...
Chronic alcohol is responsible for oxidative stress and neurodegenerative diseases such as dementia. In the present study, we investigated the antioxidant activity and protective effects of seed of Carthamus tinctorius L. on ethanol-induced C6 glial cells. Antioxidant effect of seed of C. tinctorius L. was measured by scavenging activity of 1,1-diphenyl-2-prcrylhydrazy (DPPH), hydroxyl radical (·OH), superoxide radical, and nitric oxide. The seed of C. tinctorius L. extract showed significant radical scavenging activities in a concentration-dependent manner. In particular, it revealed strong DPPH and ·OH scavenging activity, displaying more than 80% at 500 and 100 ㎍/mL, respectively. Treatment of 500 mM ethanol to C6 glial cell led to decline of cell viability and elevation of reactive oxygen species (ROS) generation. However, seed of C. tinctorius L.-treated groups significantly increased cell viability and decreased ROS levels, compared to ethanol-induced control group. These results suggest that seed of C. tinctorius L. would have protective effect against neuronal oxidative stress induced by alcohol.
Chronic alcohol is responsible for oxidative stress and neurodegenerative diseases such as dementia. In the present study, we investigated the antioxidant activity and protective effects of seed of Carthamus tinctorius L. on ethanol-induced C6 glial cells. Antioxidant effect of seed of C. tinctorius L. was measured by scavenging activity of 1,1-diphenyl-2-prcrylhydrazy (DPPH), hydroxyl radical (·OH), superoxide radical, and nitric oxide. The seed of C. tinctorius L. extract showed significant radical scavenging activities in a concentration-dependent manner. In particular, it revealed strong DPPH and ·OH scavenging activity, displaying more than 80% at 500 and 100 ㎍/mL, respectively. Treatment of 500 mM ethanol to C6 glial cell led to decline of cell viability and elevation of reactive oxygen species (ROS) generation. However, seed of C. tinctorius L.-treated groups significantly increased cell viability and decreased ROS levels, compared to ethanol-induced control group. These results suggest that seed of C. tinctorius L. would have protective effect against neuronal oxidative stress induced by alcohol.
* AI 자동 식별 결과로 적합하지 않은 문장이 있을 수 있으니, 이용에 유의하시기 바랍니다.
문제 정의
보호 효과를 확인하였다. 따라서 홍화씨 추출물의 항산화 및 산화적 손상에 대한 신경교세포 보호 소재로서의 가능성을 확인하고자 하였다.
제안 방법
)를 첨가하여 실온에서 반응시켰다. 30분 뒤, 반응물을 microplate reader를 이용하여 540nm에서 흡광도를 측정한 뒤, 대조군과 시료 첨가군을 비교하여 NO radical 소거능을 백분율(%)로 계산하여 나타내었다[21].
배양 후, 세포가 잘 부착되면 시료를 각 농도 별(5, 10, 25, 50μg/mL)로 처리하고 2시간 동안 재배양한 뒤, 세포의 산화적 손상을 유도하기 위해 500mM EtOH을 처리하여 24시간 동안 배양하였다. 각 well에 20μM의 2'-7'-dichlorofluorescin diacetate (DCF-DA, Sigma Co.) solution을 각 well에 주입하여 37oC에서 30분 동안 재배양한 뒤, FLUO star OPTIMA (BMG labtech, Ortenberg, Germany)으로 excitation-480nm, emission-535nm에서 ROS 생성량을 측정하였다[23].
각 농도 별(5, 25, 50, 100μg/mL) 시료와 10mM FeSO4· H2O-EDTA (Daejung Chemicals & Metals Co., Ltd., Gyeonggi- do, Korea), 10mM 2-deoxyribose (Sigma Co.), 10mM H2O2 (Junsei Co., Tokyo, Japan)를 혼합하여 4시간 동안 37oC에서반응시켰다. 그 뒤 혼합물에 그 후 혼합액에 2.
한국약용자원표본관에 보관되어 있다. 건조한 홍화씨를 분쇄 한 뒤, 70% ethanol을 이용하여 실온에서 3시간씩 2 회 반복 추출하였다. 이를 와트만 여과지(No.
05)를 사용하여 통계적 유의성을 검증하였다. 모든 실험결과는 3반복 실험을 수행하여 결과를 제시하였다.
본 연구에서도 C6 신경교세포에 ethanol을 처리했을 때 처리하지 않은 군과 비교하여 ROS 생성이 유의적으로 증가하여 산화적 손상이 유도됨을 알 수 있었다. 반면 홍화씨 추출물(10, 25, 50μg/mL)의 처리 시, ethanol로 증가된 ROS 생성량을 유의적으로 억제하여 신경교세포 보호 효과를 확인하였다. 홍화씨 추출물은 scopolamine으로 기억력 손상을 유도한 동물의 뇌에서 ROS 생성량을 유의적으로 억제시켰으며, H2O2로 산화적 손상을 유도한 Raw 264.
) 400μL를 첨가한 뒤, 이를 실온에서 10분간 반응시켰다. 반응물을 microplate reader를 이용하여 560nm에서 흡광도를 측정한 뒤, 대조군과 시료 첨가 군을 비교하여 O2 − radical 소거능을 백분율(%)로 계산하여 나타내었다[20].
배양기에서 24시간 동안 배양하였다. 배양 후, 세포가 잘 부착되면 시료를 각 농도 별(5, 10, 25, 50μg/mL)로 처리하고 2시간 동안 재배양한 뒤, 세포의 산화적 손상을 유도하기 위해 500mM EtOH을 처리하여 24시간 동안 배양하였다. 각 well에 20μM의 2'-7'-dichlorofluorescin diacetate (DCF-DA, Sigma Co.
24시간 동안 배양하였다. 배지에 희석한 농도 별(5, 10, 25, 50μg/mL) 시료를 각 well에 처리하여 2시간 재배양한 뒤, 세포 손상을 유도하기 위해 500mM EtOH (Duksan Co., Gyeonggi-do, Korea)을 처리하였다. 24시간 뒤, 각 well의 배지를 제거한 후 5mg/mL의 3-(4, 5-dimethylthiazol-2-yl)-2, 5-diphenyl- tetrazolium bromide (MTT, Sigma Co.
본 연구는 홍화씨 추출물의 1, 1-diphenyl-2-picrylhydrazy (DPPH), −, NO 라디칼 소거 활성 측정을 통해 in vitro 항산화 ·OH, O2 활성을 확인하고, ethanol로 산화적 스트레스가 유도된 신경교세포에서의 세포 생존율 및 ROS 생성 억제능 측정을 통해 신경교세포 보호 효과를 확인하였다. 따라서 홍화씨 추출물의 항산화 및 산화적 손상에 대한 신경교세포 보호 소재로서의 가능성을 확인하고자 하였다.
혼합물을 30분간 실온에서 반응시킨 뒤, microplate reader (Thermo Fisher Scientific, Vantaa, Finland) 를 이용하여 540nm에서 흡광도를 측정하였다. 시료를 첨가하지 않은 대조군과 시료 첨가군을 비교하여 DPPH radical 소거 능을 백분율(%)로 계산하여 나타내었다[18].
건조한 홍화씨를 분쇄 한 뒤, 70% ethanol을 이용하여 실온에서 3시간씩 2 회 반복 추출하였다. 이를 와트만 여과지(No. 2, Whatman, Maidstone, England)를 이용하여 불용성 물질을 제거하는 여과 단계를 거친 뒤, 60oC에서 감압농축 및 동결건조하여 시료를 제조하였다. 홍화씨 추출물은 dimethyl sulfoxide (DMSO, Sigma Co.
홍화씨 추출물의 ethanol로 산화적 손상이 유도된 C6 신경교세포 내 ROS 억제 효과를 확인하기 위하여, C6 신경교세포에 ethanol을 처리하여 산화적 스트레스를 유발시킨 뒤, ROS 생성량 측정을 통해 신경교세포 보호 효과를 확인하였다(Fig. 2). Ethanol을 처리한 control군은 시간이 지남에 따라 normal군에 비해 ROS 생성량이 증가하는 것을 확인하여, ethanol 처리로 신경교세포에 산화적 손상이 유도됨을 알 수 있었다.
홍화씨 추출물의 신경교세포 보호 효과를 확인하기 위해, C6 신경교세포에 500mM ethanol을 처리하여 세포 생존율을 측정하였다(Fig. 1). 아무것도 처리하지 않은 normal군의 세포 생존율을 100%로 하였을 때, ethanol을 처리한 control군에서 56.
대상 데이터
C6 신경교세포는 한국세포주은행(KCLB, Korea Cell Line Bank, Seoul, Korea)에서 분양받아 실험에 사용하였다. C6 신경교세포는 100units/mL의 penicillin-streptomycin (Welgene, Daegu, Korea)및 10% fetal bovine serum (FBS, Welgene) 이함유된 Dulbecco’s modified eagle medium (DMEM, Welgene) 배지를 이용하여 37oC, 5% CO2 배양기에서 배양하였다.
2, Whatman, Maidstone, England)를 이용하여 불용성 물질을 제거하는 여과 단계를 거친 뒤, 60oC에서 감압농축 및 동결건조하여 시료를 제조하였다. 홍화씨 추출물은 dimethyl sulfoxide (DMSO, Sigma Co., St. Louis, MO, USA)에 녹여 4oC에서 냉장 보관하면서, 실험에 사용하였다.
홍화씨 추출물은 농촌진흥청 국립원예특작과학원 인삼특작부 (Eumseong, Korea)에서 제공받아 실험에 사용하였으며, voucher specimene 한국약용자원표본관에 보관되어 있다. 건조한 홍화씨를 분쇄 한 뒤, 70% ethanol을 이용하여 실온에서 3시간씩 2 회 반복 추출하였다.
데이터처리
모든 실험 결과는 평균±표준편차로 나타내었다. 실험 결과의 통계 분석은 SPSS statistics program (Version 20, IBM, Armonk, NY, USA)를 이용하여 실시하였고, analysis of variance를 구한 후 Duncan’s multiple test (p<0.
모든 실험 결과는 평균±표준편차로 나타내었다. 실험 결과의 통계 분석은 SPSS statistics program (Version 20, IBM, Armonk, NY, USA)를 이용하여 실시하였고, analysis of variance를 구한 후 Duncan’s multiple test (p<0.05)를 사용하여 통계적 유의성을 검증하였다. 모든 실험결과는 3반복 실험을 수행하여 결과를 제시하였다.
성능/효과
2). 60분 기준으로 normal군의 ROS 생성량을 100%로 하였을 때 ethanol을 처리한 control군의 경우 118.43%로 ROS 생성량이 유의적으로 증가한 것을 확인할 수 있었다. 반면 홍화씨 추출물을 5, 10, 25, 50μg/mL의 농도별로 처리한 결과, 농도 유의적으로 ROS 생성량이 억제된 것을 확인할 수 있었다.
2). Ethanol을 처리한 control군은 시간이 지남에 따라 normal군에 비해 ROS 생성량이 증가하는 것을 확인하여, ethanol 처리로 신경교세포에 산화적 손상이 유도됨을 알 수 있었다. 반면 홍화씨 추출물 5, 10, 25, 50μg/mL 농도 처리 군에서는 control 군에 비해 낮은 ROS 생성량을 보여 ethanol에 의해 유도된 산화적 스트레스에 대한 신경교세포 보호 효과를 확인하였다(Fig.
60% 의 수치를 나타내어 ethanol에 의해 신경교세포 손상이 일어난 것을 알 수 있었다. 그러나 홍화씨 추출물을 5, 10, 25, 50μg/ mL의 농도로 처리하였을 때, 50μg/mL의 농도에서 68.77%의 수치를 나타내어 ethanol을 처리한 control군에 비해 유의적으로 세포 생존율이 증가함을 확인하였다. 따라서 홍화씨 추출물 50 μg/mL의 농도에서 세포 생존율 개선을 통해 ethanol에 대한 신경교세포 보호 효과를 확인할 수 있었다.
77%의 수치를 나타내어 ethanol을 처리한 control군에 비해 유의적으로 세포 생존율이 증가함을 확인하였다. 따라서 홍화씨 추출물 50 μg/mL의 농도에서 세포 생존율 개선을 통해 ethanol에 대한 신경교세포 보호 효과를 확인할 수 있었다. 이전 연구에 의하면, ethanol을 처리한 신경교세포는 산화적스트레스, 염증반응 등을 매개하여 세포가 손상을 받아 세포생존율이 감소하는 것으로 보고되었다[36, 37].
7 세포에 홍화씨 추출물의 처리 시, NO 생성량이 유의적으로 억제됨이 보고되었다[32, 35]. 따라서 홍화씨는 산화적 손상 및 염증반응이 유도된 상태에서 NO 소거 효과가 있는 것을 알 수 있었다.
43%로 ROS 생성량이 유의적으로 증가한 것을 확인할 수 있었다. 반면 홍화씨 추출물을 5, 10, 25, 50μg/mL의 농도별로 처리한 결과, 농도 유의적으로 ROS 생성량이 억제된 것을 확인할 수 있었다. 특히, 홍화씨 추출물을 50μg/mL 농도로 처리한 군에서 ROS 생성량은 109.
하지만 과도한 NO 생성은 체내에서 염증 관련 인자들의 발현을 증가시켜, 조직 및 면역 기능 손상 등의 문제를 발생시킨다[34]. 본 연구에서 농도 별(50, 100, 250, 500μg/mL) 홍화씨 추출물의 NO radical 소거능을 측정한 결과(Table 1), 각각 4.36, 19.40, 36.16, 47.30%의 수치를 나타내어 농도의존적으로 NO radical 소거능이 증가함을 알 수 있었다. 특히, 500μg/mL 에서 47.
그러나 외부의 산화적 자극에 의해 체내 산화적 스트레스가 유도되면, O2 − radicale 과도하게 생성되어 세포를 손상시킨다[30, 31]. 본 연구에서 홍화씨 추출물의 O2 − radical 소거능 활성을 측정한 결과, 홍화씨 추출물 5, 25, 50, 100μg/mL의 농도에서 각각 6.58, 33.27 36.52, 37.00%의 O2 − radical 소거 효과를 나타내어, 홍화씨 추출물의 농도가 높아질수록 O2 - radical 소거능이 증가함을 알 수 있었다(Table 1). 이전 연구에서 홍화씨 추출물의 in vitro에서 O2 − radical 소거능을 측정한 결과, 1,000μg/mL의 농도에서 42.
또한, ·OH radicale 세포막 구성성분인 지질을 산화시킬 뿐 아니라, 세포 내 DNA 손상을 유도하여, 다양한 질환 발병과의 연관성이 보고되었다[29]. 본 연구에서 홍화씨 추출물의 ·OH radical 소거능을 5, 25, 50, 100μg/mL의 농도별로 확인한 결과, 47.91, 81.24, 83.81, 83.93%의 ·OH radical 소거 활성을 나타내었다(Table 1). 특히 홍화씨 추출물은 25 μg/ mL의 낮은 농도에서 80% 이상의 ·OH radical 소거 효과를 나타냄을 확인하였다.
이전 연구에서도 신경교세포에 ethanol을 처리했을 때 산화적 손상이 유도되어 ROS 생성이 증가되는 것으로 보고되었다[36]. 본 연구에서도 C6 신경교세포에 ethanol을 처리했을 때 처리하지 않은 군과 비교하여 ROS 생성이 유의적으로 증가하여 산화적 손상이 유도됨을 알 수 있었다. 반면 홍화씨 추출물(10, 25, 50μg/mL)의 처리 시, ethanol로 증가된 ROS 생성량을 유의적으로 억제하여 신경교세포 보호 효과를 확인하였다.
1). 아무것도 처리하지 않은 normal군의 세포 생존율을 100%로 하였을 때, ethanol을 처리한 control군에서 56.60% 의 수치를 나타내어 ethanol에 의해 신경교세포 손상이 일어난 것을 알 수 있었다. 그러나 홍화씨 추출물을 5, 10, 25, 50μg/ mL의 농도로 처리하였을 때, 50μg/mL의 농도에서 68.
99%의 수치를 나타내어, 농도의존적으로 DPPH radical 소거능이 증가함을 알 수 있었다(Table 1). 특히 홍화씨 추출물 500μg/mL에서 가장 우수한 DPPH radical 소거능을 나타내었다. 홍화씨의 부위별 DPPH radical 소거능 측정 결과, 홍화씨 추출물은 대표적인 합성 항산화제인 BHA, BHT와 유사하거나 우수한 DPPH radical 소거 능을 나타내었으며, 홍화의 줄기 부위에 비해 홍화씨는 약 1.
93%의 ·OH radical 소거 활성을 나타내었다(Table 1). 특히 홍화씨 추출물은 25 μg/ mL의 낮은 농도에서 80% 이상의 ·OH radical 소거 효과를 나타냄을 확인하였다. 이전 연구에 의하면, 홍화씨 추출물 내에 함유되어 있는 다양한 생리활성 물질 중에서 N-(p-coumaroyl) serotonin-5-O-β-D-glucoside, N-(p-coumaroyl)serotonin과 같은 세로토닌 유도체는 다른 생리활성 물질에 비해 우수한 ·OH radical 소거능을 나타낸 것으로 보고되었다[14].
30%의 수치를 나타내어 농도의존적으로 NO radical 소거능이 증가함을 알 수 있었다. 특히, 500μg/mL 에서 47.30%의 수치를 나타내어, 다른 농도에 비해 가장 우수한 NO radical 소거 효과를 나타냄을 알 수 있었다. 또한 lipopolysaccaride (LPS)로 염증반응을 유도한 Raw 264.
반면 홍화씨 추출물을 5, 10, 25, 50μg/mL의 농도별로 처리한 결과, 농도 유의적으로 ROS 생성량이 억제된 것을 확인할 수 있었다. 특히, 홍화씨 추출물을 50μg/mL 농도로 처리한 군에서 ROS 생성량은 109.53%의 수치를 나타내어, 우수한 ROS 소거 효과를 확인할 수 있었다. 따라서, 홍화씨 추출물은 ROS 생성 억제를 통해 ethanol로 산화적 스트레스가 유도된 C6 신경교세포 보호 효과가 있는 것으로 사료된다(Fig.
또한 DPPH radical 소거 능은 천연물 유래 소재의 항산화 활성을 측정함에 있어, 안정적이고 간단하여 널리 사용되는 방법이다[25]. 홍화씨 추출물의 DPPH 소거능을 50, 100, 250, 500μg/mL의 농도 별로 확인하였을 때, 각각 32.96, 50.19, 70.89, 86.99%의 수치를 나타내어, 농도의존적으로 DPPH radical 소거능이 증가함을 알 수 있었다(Table 1). 특히 홍화씨 추출물 500μg/mL에서 가장 우수한 DPPH radical 소거능을 나타내었다.
후속연구
특히 이들 중 플라보노이드 함량은 다른 화합물에 비해 미량으로 존재함에 따라, 홍화씨의리그난 및 세로토닌 유도체가 항산화 활성을 나타낼 수 있을 것으로 사료된다[42]. 본 연구에서는 홍화씨의 in vitro 항산화 및 신경교세포 보호 효능을 통해, 알코올성 치매 예방 및 개선용 소재로써의 가능성이 있는 것으로 사료된다.
참고문헌 (42)
Gunzerath L, Faden V, Zakhari S, Warren K (2004) National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism report on moderate drinking. Alcohol Clin Exp Res 28: 829-847
Tong M, Longato L, Nguyen QG, Chen WC, Spaisman A, de la Monte SM (2011) Acetaldehyde-mediated neurotoxicity: relevance to fetal alcohol spectrum disorders. Oxidative Med Cell Longev 2011
Finaud J, Lac G, Filaire E (2006) Oxidative stress. Sports Med 36: 327-358
Chen H, Yoshioka H, Kim GS, Jung JE, Okami N, Sakata H, Maier CM, Narasimhan P, Goeders CE, Chan PH (2011) Oxidative stress in ischemic brain damage: mechanisms of cell death and potential molecular targets for neuroprotection. Antioxide Redox Signal 14: 1505-1517
Yang I, Han SJ, Kaur G, Crane C, Parsa AT (2010) The role of microglia in central nervous system immunity and glioma immunology. J Clin Neurosci 17: 6-10
Augustyniak A, Michalak K, Skrzydlewska E (2005) The action of oxidative stress induced by ethanol on the central nervous system (CNS). Postepy Hig Med Dosw (Online) 59: 464-471
Sanchez-Moreno C, Paniagua M, Madrid A, Martin A (2003) Protective effect of vitamin C against the ethanol mediated toxic effects on human brain glial cells. J Nutr Biochem 14: 606-613
Haggho LS, Khezri SH, Froushani SMA (2019) The protective role of glycyrrhizin on ethanol-damaged B92 glial cells in vitro. Armaghane danesh 24: 333-345
Roh JS, Sun WS, Oh SU, Lee JI, Oh WT, Kim JH (1999) In vitro antioxidant activity of safflower (Carthamus tinctorius L.) seeds. Food Sci Biotechnol 8: 88-92
Kang GH, Chang EJ, Park SW (1999) Antioxidative activity of phenolic compounds in roasted safflower (Carthamus tinctorius L.) seeds. Prev Nutr Food Sci 4: 221-225
Kim EO, Oh JH, Lee SK, Lee JY, Choi SW (2007) Antioxidant properties and quantification of phenolic compounds from safflower (Carthamus tinctorius L.) seeds. Food Sci Biotechnol 16: 71-77
Park GH, Hong SC, Jeong JB (2016) Anticancer activity of the safflower seeds (Carthamus tinctorius L.) through inducing cyclin D1 proteasomal degradation in human colorectal cancer cells. Korean J Plant Res 29: 297-304
Cho SH, Lee HR, Kim, TB, Choi SW, Lee WJ, Choi Y (2004) Effects of defatted safflower seed extract and phenolic compounds in diet on plasma and liver lipid in ovariectomized rats fed high-cholesterol diets. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo) 50: 32-37
Choi SH, Lee AY, Park CH, Shin YS, Cho EJ (2018) Protective effect of Carthamus tinctorius L. seed on oxidative stress and cognitive impairment induced by chronic alcohol consumption in mice. Food Sci Biotechnol 27: 1475-1484
Hatano T, Edamatsu R, Hiramatsu M, Mori A, Fujita Y, Yasuhara T, Yoshida T, Okuda T (1989) Effects of the interaction of tannins with coexisting substances: Effects of tannins and VI related poly phenols on superoxide anion radical, and on 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl radical. Chem Pharm Bull 37: 2016-2021
Chung SK, Osawa T, Kawakishi S (1997) Hydroxyl radical-scavenging effects of spices and scavengers from brown mustard (Brassica nigra). J Biosci Biotech Biochem 61: 118-123
Nishikimi N, Rao NA, Yagi K (1972) The occurrence of superoxide anion in the reaction of reduced phenazine methosulfate and molecular oxygenin. Biochem Biophys Res Commun 46: 849-854
Mosmann T (1983) Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 65: 55-63
Lee JM, Chan PS, Lee JH (2007) Comparison of oxidative stability for the thermally-oxidized vegetable oils using a DPPH method. Korean J Food Sci Technol 39: 133-137
Hong J, Wei MJ, Leem DG, Park KS, Yoon TH, No KM, Jeong JY (2010) Evaluation of antioxidants activity through the chemical assay. J Biomed Res 11: 1-8
Kim JH, Kim JK, Kang WW, Ha YS, Choi SW, Moon KD (2003) Chemical compositions and DPPH radical scavenger activity in different sections of safflower. J Korean Soc Food Sci Nutr 32: 733-738
Kim HJ, Jun BS, Kim SK, Cha JY, Cho YS (2000) Polyphenolic compound content and antioxidative activities by extracts from seed, sprout and flower of safflower (Carthamus tinctorius L.). J Korean Soc Food Sci Nutr 29: 1127-1132
Halliwell B, Aruoma OI (1991) DNA damage by oxygen-derived species. Its mechanism and measurement in mammalian systems. FEBS Lett 281: 9-19
Hwang EY, Kim DH, Kim HJ, Hwang JY, Park TS, Lee IS, Son JH (2011) Antioxidant activities and nitric oxide production of medicine plants in Gyeongsangbukdo (Carthamus tinctorius seed, Cyperus rotundus, Schizonepeta tenuifolia, Polygonatum odoratum var. pluriflorum, Paeonia lactiflora). J Appl Biol Chem 54: 171-177
Martina A, Jana P, Anna S, Tomas B (2012) Nitric oxide-Important messenger in human body. Open Journal of Molecular and Integrative Physiology, 2: 98-106
Loureiro SO, Heimfarth L, Reis K, Wild L, Andrade C, Guma FTCR, Goncalves CA, Pessoa-Pureur R (2011) Acute ethanol exposure disrupts actin cytoskeleton and generates reactive oxygen species in C6 cells. Toxicol In Vitro 25: 28-36
Kim HW, Cho SI, Kim IH (2009) Protective effects of pharmacopuncture solutions made by Carthmi flos, Cnidii rhizoma and Astragali radix on C6 glioma cells. J Pharmacopuncture 12: 31-40
Alfadda AA, Sallam RM (2012) Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol 2012
Shin HJ, Jin JH, Lee KG, Lee CH, Lee SR, Ha KT, Joo M, Jeong HS (2013) Nrf-2 mediated antioxidative effect of Korean and Chinese safflower seeds. Journal of Physiology & Pathology in Korean Medicine 27: 745-751
Kim JH, He MT, Kim MJ, Yang CY, Shin YS, Yokozawa T, Park CH, Cho EJ (2019) Safflower (Carthamus tinctorius L.) seed attenuates memory impairment induced by scopolamine in mice via regulation of cholinergic dysfunction and oxidative stress. Food Funct 10: 3650-3659
Kim EO, Lee KT, Choi SW (2008) Chemical comparison of germinated-and ungerminated-safflower (Carthamus tinctorius) seeds. J Korean Soc Food Sci Nutr 37: 1162-1167
※ AI-Helper는 부적절한 답변을 할 수 있습니다.